Tłumaczenie oryginalnego artykułu: Platelet-rich plasma and regenerative dentistry, Aust Dent J. 2020 Jun; 65(2): 131–142.
Źródło: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC7384010/
Abstrakt
Regeneracyjna stomatologia to rozwijająca się dziedzina medycyny, wykorzystująca technologię komórek macierzystych, inżynierię tkankową i naukę dentystyczną. Wykorzystuje mechanizmy biologiczne do regeneracji uszkodzonych tkanek jamy ustnej i przywracania ich funkcji. Bogate w płytki krwi (PRP) to biologiczny produkt, który jest definiowany jako część frakcji osocza krwi autologicznej o stężeniu płytek krwi wyższym niż w pierwotnej krwi całkowitej. W granulkach płytkowych obecny jest super-mikstura kluczowych cytokin i czynników wzrostu. Dlatego też zastosowanie PRP zyskało niespotykane dotąd zainteresowanie w medycynie regeneracyjnej. Racja stosowania PRP polega na tym, że działa jako biomateriał dostarczający kluczowych czynników wzrostu i cytokin z granulek płytkowych do określonego obszaru, stymulując tym samym regenerację różnych tkanek. Na podstawie lepszego zrozumienia sygnalizacji komórkowej i biologii czynników wzrostu, badacze zaczęli stosować leczenie PRP jako nowatorską metodę regeneracji uszkodzonych tkanek, w tym wątroby, kości, chrząstki, ścięgien i miazgi zębowej. W celu lepszego zrozumienia efektów regeneracyjnych PRP w stomatologii, niniejszy przegląd opisuje różne metody przygotowania i stosowania tego produktu biologicznego oraz zapewnia szczegółowe wyjaśnienia kontrowersji i przyszłych perspektyw związanych z wykorzystaniem PRP w regeneracyjnej stomatologii.
Słowa kluczowe: Cytokiny, czynniki wzrostu, bogate w płytki krwi, regeneracyjna stomatologia
WSTĘP
Bogate w płytki krwi osocze (PRP) jest szeroko stosowane jako bioaktywny rusztowanie w terapii opartej na komórkach oraz inżynierii tkanek. Jest przygotowywane z osocza autologicznego z zogniskowanymi płytkami. Warto zauważyć, że płytki krwi zawierają ponad 300 biologicznie aktywnych cząsteczek, które są uwalniane podczas aktywacji z granulek alfa i gęstych granulek płytkowych, a następnie regulują proces regeneracji tkanek. Aktywowane czynniki pochodzące z płytek krwi pełnią funkcję mediów i regulatorów, które wpływają na różne interakcje komórkowo-komórkowe i komórkowo-macierz pozakomórkową (ECM) oraz modyfikują mikrośrodowisko okołokomórkowe. Najważniejsze czynniki wzrostu uwalniane przez płytki w PRP obejmują czynnik wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF), transformujący czynnik wzrostu β (TGF-β), czynnik wzrostu pochodzący z płytek (PDGF), czynnik wzrostu fibroblastów (FGF), czynnik wzrostu naskórka (EGF), czynnik wzrostu hepatocytów (HGF), czynniki wzrostu podobne do insuliny 1 i 2 (IGF-1 i IGF-2), metaloproteinazy macierzy 2 i 9 oraz interleukinę-8. Te bioaktywne molekuły odgrywają ważną rolę w różnych zastosowaniach medycyny regeneracyjnej, w tym w remodelelacji kości, gojeniu ran, regeneracji włosów, regeneracji nerwów, starzejącej się skórze twarzy, bliznach potrądzikowych, łysieniu androgenicznym oraz ranach cukrzycowych. W ostatnich latach coraz więcej badań skupia się na zastosowaniu PRP w regeneracji różnych tkanek. W niniejszym przeglądzie omówiono różne metody przygotowania PRP oraz kliniczne zastosowania tego produktu biologicznego w regeneracyjnej stomatologii.
Zastosowanie PRP w regeneracyjnej stomatologii
W ostatnich latach PRP zostało szeroko zbadane w medycynie regeneracyjnej. Zawiera ono czynniki wzrostu, które wpływają na gojenie ran, co może znacznie przyczynić się do naprawy tkanek. W chirurgii PRP zmniejsza krwawienie, jednocześnie zwiększając gojenie tkanek miękkich i regenerację kości. Ponadto, koszty terapii regeneracyjnej mogą być zmniejszone dzięki PRP. Dlatego PRP zyskuje coraz większą popularność w dziedzinie medycyny, zwłaszcza w regeneracyjnej stomatologii, w tym w regeneracyjnej endodoncji (pulpotomia, chirurgia wierzchołkowa i apexyfikacja), periodontologii (leczenie wad okołodzielnych i chirurgia plastyczna przyzębia) oraz chirurgii stomatologicznej i szczękowej (ekstrakcje zębów, chirurgia tkanek miękkich i kostnych oraz chirurgia implantacyjna). PRP było stosowane w wielu procedurach regeneracji dentystycznej i przyniosło obiecujące rezultaty.
PRP w gojeniu endodontycznym
Regeneracyjna endodoncja ma na celu odtworzenie uszkodzonych/niekrotycznych tkanek kompleksu miazgi-zębiny, takich jak zębina, tkanka miazgi i struktury korzeniowe, aby przywrócić funkcje miazgi. Po odpowiednim zdezynfekowaniu, tkanka podobna do miazgi może potencjalnie być formowana przez różne prezentujące się już komórki macierzyste zębowe w obecności odpowiednich czynników wzrostu i nośnika. Autologiczne PRP zostało szeroko stosowane w kilku dziedzinach stomatologii ze względu na swoją zdolność do uwalniania bogatego źródła czynników wzrostu wspierających gojenie, które sprzyjają mnożeniu się i różnicowaniu się komórek macierzystych oraz zdolności do działania jako idealny trójwymiarowy nośnik. PRP ostatnio pojawiło się jako możliwe narzędzie do wspierania wzrostu komórek i różnicowania się tkanek żywych w kanale po zdezynfekowaniu, poprawiając tym samym regenerację endodontyczną. Faktycznie, minimalnie inwazyjna technika rewaskularyzacji jest skutecznym sposobem leczenia zębów stałych o niedostatecznie rozwiniętej miazdze i kompromitującej integralności strukturalnej.
Zostało zgłoszonych wiele przypadków udanej jednorazowej terapii regeneracyjnej endodontycznej z wykorzystaniem PRP. Jednorazowa procedura rewaskularyzacji ma dwie zalety: zmniejsza możliwość dalszego zanieczyszczenia bakteryjnego kanału korzeniowego i redukuje negatywne konsekwencje złego przestrzegania zaleceń pacjenta dotyczących regularnych ocen kontrolnych. Pomimo dramatycznego wzrostu liczby opublikowanych przypadków terapii endodontycznej z wykorzystaniem PRP, nie został jeszcze ustanowiony znormalizowany protokół. Sachdeva i wsp. zgłosili przypadek 16-letniego pacjenta z niekompletnie rozwiniętym korzeniem z otwartym wierzchołkiem w przebarwionym, nieżywym lewym bocznym siekaczu szczęki. Autologiczne PRP zostało wstrzyknięte do przestrzeni kanału do poziomu połączenia cementowo-szczelinowego, a biała mineralna wypełniacz trójtlenku krzemu została umieszczona bezpośrednio nad skrzepem PRP. Ząb został odbudowany materiałami stałymi po 2 dniach. Badanie radiograficzne po trzech latach wykazało ustąpienie zmiany przykorzeniowej, zwiększenie grubości ścian korzenia, dalszy rozwój korzenia i kontynuację zamknięcia wierzchołka korzenia. Alagl i wsp. zbadali wpływ PRP na gojenie i regenerację tkanek miazgowej i przykorzeniowej. Stwierdzili, że PRP może pełnić rolę skutecznego nośnika w leczeniu regeneracyjnym endodontycznym. Oprócz znacznego wzrostu długości korzenia, wyniki leczenia PRP nie różniły się istotnie od wyników leczenia z wykorzystaniem konwencjonalnego protokołu, w którym jako nośnik stosowano skrzep krwi. Inni badacze również stosowali PRP jako nośnik w leczeniu regeneracyjnym endodontycznym zanikłych zębów niedojrzałych, jako alternatywę dla techniki skrzepu krwi. Procedury regeneracji endodontycznej obejmują dwa oddzielne koncepcje kliniczne. Pierwsza koncepcja dotyczy podejścia rewitalizacyjnego, mającego na celu osiągnięcie regeneracji tkanek, jak opisano powyżej. Druga koncepcja dotyczy aktywnego dążenia do regeneracji miazgi i zębiny za pomocą technologii inżynierii tkanek. Chociaż ta technologia jest w początkowych etapach rozwoju, oczekuje się, że umożliwi ona kontynuowanie wzrostu i dojrzewanie niedojrzałych zębów bez miazgi. Konieczne jest przeprowadzenie dodatkowych badań translacyjnych w celu optymalizacji tej technologii. Istnieje znaczny brak standaryzacji w protokołach leczenia PRP i długoterminowych, wysokiej jakości badań klinicznych PRP w dziedzinie endodoncji. Adekwatne narzędzia metodologiczne do oceny przypadków i serii przypadków pozostają nieuchwytne. Ogólnie rzecz biorąc, konieczne są dalsze badania translacyjne, aby zbadać wynik stosowania PRP w regeneracyjnym leczeniu endodontycznym niedojrzałych zębów zanikłych i osiągnąć bardziej przypominające miazgę i zębinę tkanki w kanale korzeniowym; wyniki takich badań będą niezbędne do ustanowienia znormalizowanego protokołu leczenia.
PRP w procedurach regeneracji przyzębia
Regeneracja struktur podtrzymujących zęby zniszczonych przez zapalenie przyzębia jest głównym celem terapii przyzębia. Chirurgia regeneracyjna przyzębia ma na celu odbudowę kości zębowej, cementu oraz funkcjonalnego więzadła przyzębnego. PRP jest przypuszczalnie zdolne zwiększyć przewidywalność procedur regeneracji przyzębia. Gdy płytki krwi zostaną aktywowane, uwalniają swoje wewnętrzne ziarna; ten proces jest pośredniczony przez mechanizmy molekularne homologiczne do tych występujących u innych komórek wydzielniczych, które są unikalnie połączone z aktywacją komórkową poprzez wydarzenia sygnalizacji wewnątrzkomórkowej. Następnie uwalniane są czynniki wzrostu z ziaren płytek krwi i przyczyniają się do chemotaksji, różnicowania, mitogenezy i metabolizmu komórek zaangażowanych w gojenie ran. Podczas gojenia ran przyzębia po zewnętrznym zastosowaniu PRP, dostarczanie autologicznych płytek krwi do ran przyzębia zwiększa lokalne stężenia czynników wzrostu, które następnie wywierają efekty regulacyjne na homeostazę tkanek przyzębia i modyfikują odpowiedzi miękkich i twardych tkanek przyzębia w celu zwiększenia skuteczności gojenia.
Jednym z ważnych kryteriów regeneracji przyzębia jest utrzymanie przestrzeni ran, do której komórki więzadła przyzębnego mogą migrować. Aby czynniki wzrostu uwalniane przez płytki krwi w PRP mogły wykorzystać swój potencjał, konieczne jest zapewnienie takiej przestrzeni. Regeneracja tkankowa z wykorzystaniem membran przewodzących – terapia dostępna obecnie w regeneracji przyzębia – zapewnia wystarczającą przestrzeń dla migracji komórek więzadła przyzębnego i zapobiega tworzeniu się długiego nabłonka połączeniowego. Ponieważ PRP ma ograniczony potencjał zapewniania przestrzeni, zostało ono wykorzystane głównie w połączeniu z przeszczepami kości lub ich substytutami. Jak wykazano w różnych opublikowanych przeglądach systematycznych, skuteczność terapeutyczna PRP w procedurach regeneracji przyzębia przyniosła kontrowersyjne wyniki, od znaczących do braku efektów, pomimo wcześniejszych dowodów na korzyści kliniczne. Bhardwaj i wsp. zgłosili, że dodanie PRP do przeszczepu kości wydaje się być korzystne w leczeniu ludzkich ubytków wewnątrzkości przyzębia. W innym przypadku klinicznym autorzy leczyli ubytki wewnątrzkości przez dodanie PRP do przeszczepu kości, a następnie stosowali terapię regeneracyjną tkanek przewodzących; zaobserwowano znaczące poprawy w klinicznym wnikaniu i wypełnianiu kości. Odnośnie do skuteczności PRP w regeneracji przyzębia w leczeniu ubytków wewnątrzkości, metaanaliza wywnioskowała, że PRP może przynieść pewne korzystne efekty związane z wynikami klinicznymi i radiograficznymi. Kolejny przegląd systematyczny ocenił wpływ PRP w różnych procedurach regeneracyjnych związanych z ubytkami przyzębia i recesją dziąseł; wnioski wyciągnięto, że PRP może być korzystnie wykorzystywane jako dodatek do terapii przeszczepowej w przypadku ubytków wewnątrzkości, ale nie w przypadku recesji dziąseł. Jednak dodanie PRP do materiałów przeszczepu kości nie zwiększyło znacząco pozytywnych wyników, niezależnie od rodzaju bariery lub przeszczepu. Polipeptydowe białka osocza bogatego w płytki krwi nie zwiększają klinicznego efektu regeneracji białek macierzy zębiny. Camargo i wsp. porównali wyniki mineralnej kości porowatej wołowej i regeneracji tkanek przewodzących z i bez dodatku PRP. Oceniali zmiany w głębokości sondowania (PD), klinicznym poziomie przyłączenia (CAL) i wypełnianiu ubytków po 6 miesiącach obserwacji, i doszli do wniosku, że leczenie PRP nie zapewniło statystycznie istotnego rozwiązania ubytków wewnątrzkości. Możliwe wyjaśnienia różnic w wynikach mogą być związane z różnicami w przebiegu leczenia, materiałach przeszczepowych i początkowych parametrach klinicznych.
PRP może stać się rutynową metodą leczenia w regeneracji przyzębia w przyszłości ze względu na swoje zalety. Należy przeprowadzić długoterminowe badania z dużą liczbą pacjentów, aby dalszo zbadać wpływ PRP na leczenie procedur regeneracyjnych przyzębia i zweryfikować wyniki badań in vitro w ocenach klinicznych.
PRP w chirurgii stomatologicznej i szczękowo-twarzowej
Potencjał regeneracyjny PRP został dogłębnie zbadany w ciągu ostatnich dwóch dekad. Głównym celem stosowania PRP w chirurgii stomatologicznej jest regeneracja nowych tkanek w procesie gojenia się. Sugestie mówią, że płytki w PRP uwalniają pulę czynników wzrostu, które przyciągają komórki naprawcze i promują kilka procesów biologicznych niezbędnych do naprawy tkanek miękkich i regeneracji kości zębowej. Ponadto, PRP jest autologiczny i stosunkowo łatwy do przygotowania w klinice stomatologicznej. Wykorzystanie PRP otwiera zatem nowe możliwości w dziedzinie naprawy i regeneracji tkanek w chirurgii stomatologicznej.
Wiele badań wykazało, że żel PRP może znacząco zmniejszyć ból i dyskomfort po zabiegu ekstrakcji zęba oraz zapobiec rozwojowi zapalenia kości. Alissa i in. oceniali wpływ PRP na gojenie się dołów ekstrakcyjnych. Wyniki ich badań sugerowały, że ból pooperacyjny był znacząco zmniejszony, a gojenie tkanek miękkich klinicznie ocenialne u pacjentów leczonych PRP w porównaniu z grupą kontrolną. W badaniu pacjentów poddanych ekstrakcji trzecich zębów, Ogundipe i in. wykazali, że leczenie PRP prowadziło do zmniejszenia bólu oraz poprawy obrzęku i otwarcia jamy ustnej. Ruktowski i in. wykazali znaczący wzrost gęstości radiograficznej w stosunku do poziomu wyjściowego po ekstrakcji zęba. Prataap i in. zgłosili, że autologiczne PRP jest biokompatybilnym materiałem, który poprawia gojenie się tkanek miękkich, zmniejsza ból i zmniejsza częstość występowania osteitis alveolaris w dołku ekstrakcyjnym. W tych badaniach dokładna definicja testowanych produktów PRP jest niejasna ze względu na brak spójnej terminologii i związanych z tym nieporozumień. Jednak dokładna ocena opublikowanych danych ujawnia, że żele z bogatą w leukocyty i płytki (L-PRP) oraz czysta płytkowa bogata w płytki (P-PRP) są prawdopodobnie najczęstszymi testowanymi produktami w chirurgii stomatologicznej i szczękowo-twarzowej.
Produkty związane z PRP zostały zbadane in vitro i in vivo zarówno w chirurgii szczękowo-twarzowej, jak i chirurgii ogólnej, i obecnie są używane w różnych aplikacjach ortopedycznych. Badacze kliniczni zalecają stosowanie PRP przed lub w połączeniu z implantacją stomatologiczną, aby zwiększyć szybkość i jakość odkładania się kości regeneracyjnej. Podczas gdy PRP stosowany jako część prostego i bezpiecznego podejścia terapeutycznego wykazuje obiecujące wyniki w licznych badaniach w chirurgii stomatologicznej i szczękowo-twarzowej.
PRP w implantologii stomatologicznej
PRP zostało wykorzystane w implantologii stomatologicznej do stymulowania nowej formacji kości lub regeneracji obwodowej nerwu. Wiele badań zwierzęcych i ludzkich oceniło wpływ PRP w implantologii. Wiele z tych badań donosiło o korzystnych efektach PRP na gojenie tkanek twardych i miękkich. Na przykład zwiększona aktywność kości i szybsza regeneracja kości po użyciu PRP były badane za pomocą scyntygrafii u psów. Song i in. przeszczepili autologiczne PRP do łóżka implantacyjnego u psów, aby zbadać wpływ PRP na unerwienie nerwów w kości okołomiędzyzębowej. Wykazali, że PRP wykazywało znaczący wpływ na średnicę włókien nerwowych osłonkowych i może pomagać w poprawie regeneracji włókien nerwowych w kości okołomiędzyzębowej, bardziej szczegółowo 6 miesięcy po gojeniu. Taschieri i in. donosili, że stosowanie PRP w połączeniu z implantami natychmiastowo umieszczanymi w świeżo wyjętych dołkach ekstrakcyjnych przynosiło korzystne efekty na gojenie tkanek miękkich w badaniach klinicznych implantów po ekstrakcyjnych. Na podstawie obecnych wyników lokalne zastosowanie PRP może przyspieszyć gojenie się tkanek twardych i miękkich w sąsiedztwie implantów stomatologicznych podczas rutynowych zabiegów implantacyjnych. Jednakże charakteryzacja gojenia się przy użyciu autologicznego PRP w fizjologicznej osteointegracji implantów pozostaje słabo udokumentowana lub nawet kontrowersyjna. Ponadto wpływ stężeń PRP na domniemane rozwijanie się mikrostruktur kości okołomiędzyzębowej w dłuższym czasie obserwacji był prawie niebadany. Należy przeprowadzić dalsze badania, aby opracować ustandaryzowane zastosowanie PRP w dziedzinie implantologii stomatologicznej.
PRP w augmentacji dna zatoki i remodelingu kości
PRP został dodany do materiałów przeszczepowych, takich jak autologiczna kość, kostny przeszczep allogeniczny mrożony lub mineralna kość bydlęca z deproteinizacji, do augmentacji dna zatoki. Korzystne zastosowanie PRP jako dodatku do substytutu kości do augmentacji dna zatoki budzi kontrowersje. Faktycznie, niektóre artykuły donoszą o znaczących zaletach dodawania PRP do autologicznej kości lub kostnego przeszczepu allogenowego mrożonego, takich jak pewny potencjał regeneracji kości lub zwiększona szybkość formowania kości podczas augmentacji dna zatoki. Torres i in. donosili, że PRP może poprawić potencjał regeneracyjny organicznej kości bydlęcej, zwiększając objętość nowo utworzonej kości. Podobne wyniki zostały zgłoszone przez Stumbrasa i in., którzy stwierdzili, że PRP w połączeniu z materiałami przeszczepowymi efektywnie zwiększył formowanie kości i unaczynienie w podnoszeniu dna zatoki szczęki. Badanie sugerowało, że PRP może przyspieszać regenerację kości poprzez promowanie angiogenezy. Niemniej jednak kilka raportów klinicznych nie wykazało korzystnych efektów autologicznego PRP na regenerację i formowanie kości podczas podnoszenia dna zatoki szczęki. Nikolidakis i in. wykazali, że dodanie PRP do substytutu przeszczepowego z fosforanem trójwapniowym nie przyniosło dodatkowych korzyści w nowej formacji kości. Kilic i in. oceniali i porównywali długoterminowe wyniki kliniczne i radiograficzne między fosforanem trójwapniowym a PRP i stwierdzili, że nie przyniosło to istotnie większego zysku wysokości kości pionowej ani istotnie mniejszego wchłaniania się przeszczepu kostnego pionowego w porównaniu z substytutem przeszczepowym samym w sobie.
Przygotowanie PRP
Kliniczne zastosowanie PRP opiera się na wysokich stężeniach czynników wzrostu uwalnianych z ziarnistości alfa skoncentrowanych płytek krwi oraz wydzielaniu białek, które mogą wykorzystać proces gojenia się na poziomie komórkowym. Jakość i funkcjonalność płytek są w dużej mierze zależne od stosowanego protokołu do przygotowania PRP. Podjęto wiele prób standaryzacji protokołów przygotowania PRP; jednak istnieje szeroka zmienność między badaniami pod względem prędkości obrotowej, czasu odwirowania, objętości krwi i agonisty płytek przeciwzakrzepowych, co utrudnia bezpośrednie porównanie wyników tych proponowanych protokołów.
PRP można przygotować za pomocą jedno- lub dwustopniowych procedur odwirowywania. Najczęściej cytowany protokół jednostopniowy to protokół Anituy do uzyskiwania osocza bogatego w czynniki wzrostu, który produkuje zawiesinę PRP z minimalną liczbą leukocytów i zredukowanym stężeniem płytek, w porównaniu z PRP wyprodukowanym przez inne metody. W najczęściej stosowanym protokole dwustopniowym cała krew jest odwirowywana z stałą prędkością, aby utworzyć trzy warstwy: dolną warstwę zawierającą czerwone krwinki, środkową „warstwę żółtą” zawierającą białe krwinki oraz górną warstwę zawierającą płytki zawieszone w osoczu. Górna warstwa i część lub cała warstwa żółta (w zależności od preferowanej frakcji leukocytów w ostatecznym izolacie) są następnie przenoszone do nowej probówki i ponownie odwirowywane, co prowadzi do uzyskania pelletu płytek. Stała prędkość odwirowywania jest kluczowym krokiem w przygotowaniu PRP, pozwalając na zwiększenie stężenia płytek. Należy zwrócić uwagę na stosowanie odpowiedniej siły odwirowywania, aby uniknąć uszkodzenia delikatnych płytek. Obecnie dostępne są różne metody przygotowania PRP, jak pokazano w Tabeli 1. Arora i in. badali koncentrację płytek za pomocą różnych protokołów podwójnego odwirowywania. Zauważyli, że gdy czas odwirowywania wzrastał, koncentracja płytek stawała się wyższa. Najwyższe stężenie płytek uzyskano przy pierwszym odwirowywaniu przy prędkości 440 g przez 20 minut. Ponadto, badając wskaźnik uwalniania różnych czynników wzrostu, zespół doszedł do wniosku, że najlepszym protokołem był pierwszy obrót przy 208 g przez 20 minut, ponieważ zwiększona siła odwirowywania prowadziła do agregacji płytek i złego uwalniania czynników wzrostu.
Eren w swoim artykule ujawnił wpływ czasu odwirowywania na uwalnianie czynników wzrostu, używając prędkości obrotowej 2660 obr./min przez 10 lub 12 minut. Długi czas odwirowywania znacząco zwiększył stężenie VEGF, ale nie wpłynął na inne czynniki wzrostu. Amable i wsp. przeprowadzili podwójne odwirowywanie do izolacji płytek i ilościowanie cytokin i czynników wzrostu na 22 zdrowych osobach. Najlepszą wydajność pod względem stężenia płytek uzyskano przy prędkości 300 g przez 5 minut w pierwszym obracaniu. Drugie odwirowywanie przy 700 g przez 17 minut zostało wybrane dla mniejszej utraty płytek. Optymalne warunki uzyskania najwyższego stężenia płytek określone przez Kahna i in. to przyspieszenie odwirowywania 3731 g przez 4 minuty przy użyciu próbki 478 ml całej krwi.
Slichter i Harker badali, że najwyższą wydajność odzyskiwania płytek osiągnięto w 80%, używając próbki 250–450 ml całej krwi odwirowanej przy 1000 g przez 9 minut. Bausset i wsp. ustalili podwójny protokół koncentracji i stwierdzili, że prędkość 130 lub 250 g przez 15 minut była optymalna do uzyskania współczynnika koncentracji płytek wynoszącego 3,47 z 8,5 ml całej krwi. Yin i in. pobrali krew obwodową od 80 ochotników, aby zbadać optymalne podwójne odwirowanie. Próbki krwi były przeprowadzane przy wyborze względnych sił odwirowywania (RCF) od 110 do 450 g, czasu od 10 do 15 minut. Wyniki wykazały, że 160 g przez 10 minut i 250 g przez 15 minut zostały wyznaczone jako optymalne warunki odwirowywania dla pierwszego i drugiego obrotu, odpowiednio.
Franco i wsp. uzyskali koncentrację płytek o 8,5 raza wyższą (603 × 103/µl), przeprowadzając pierwsze odwirowywanie przy 400 g przez 10 minut, a drugie przy 800 g przez 10 minut dla warstwy żółtej. Mazzocca i in. analizowali trzy protokoły przygotowania próbek PRP, badając osiem zdrowych osób, niskie odwirowywanie (1500 obr./min przez 5 minut), wysokie odwirowywanie (3200 obr./min przez 15 minut) i podwójne odwirowywanie z miękkim obrotem 1500 obr./min przez 5 minut i twardym obrotem 6300 obr./min przez 20 minut. Stwierdzono wysokie stężenie płytek przy jednostopniowym odwirowywaniu 3200 obr./min przez 15 minut w porównaniu z niską prędkością lub podwójnymi obrotami. Landesberg i wsp. wykorzystali 5 ml całej krwi do dwóch obrotów przy 200 g przez 10 minut na obrót, uzyskując próbki PRP, które miały około 3,2 razy większe stężenie niż wyjściowa cała krew.
Prosty i powtarzalny sposób przygotowania PRP został opracowany przez Rutkowskiego i wsp. w 2008 roku. Krok odwirowywania wysokiej jakości PRP bez zmiany płytek krwi wynosił 1350 g przez 10 minut. Jo i wsp. zbadali najlepszy protokół czasu i siły odwirowywania w stosunku do wskaźnika odzyskiwania płytek PRP przy 39 próbkach zdrowych osób. Do przygotowania PRP użyto dwustopniowego odwirowywania. Pierwsze odwirowywanie oceniano od 500 do 1900 g przez 5 minut, a od 100 do 1300 g przez 10 minut. W kroku drugim płytki w oddzielonym osoczu były koncentrowane przy 1000 g przez 15 minut, 1500 g przez 15 minut, 2000 g przez 5 minut i 3000 g przez 5 minut. Maksymalna wydajność dla pierwszego kroku odwirowywania uzyskano poprzez zastosowanie 900 g przez 5 minut. Efektywność wyniosła 92%, przeprowadzając 1500 g przez 15 minut dla drugiego kroku odwirowywania.
Warto zauważyć, że płytki mogą być aktywowane przed zastosowaniem PRP w docelowej tkance. Jak dotąd nie ma zgody co do tego, czy płytki powinny być aktywowane przed ich zastosowaniem, ani co do tożsamości agonisty aktywującego. Trombina i chlorek wapnia (CaCl2), które są induktorami agregacji, są używane w celu aktywacji płytek i stymulowania degranulacji, co ostatecznie prowadzi do uwalniania czynników wzrostu. W badaniu Amable aktywacja płytek była indukowana przez dodanie 20 mM CaCl2 i 25 IU/ml ludzkiej trombiny inkubowanej w temperaturze 37 °C przez 1 godzinę lub w temperaturze 4 °C przez 16 godzin. Grupa ta stwierdziła, że uzyskany produkt płytkowy był bogaty w czynniki wzrostu pochodzące z płytek, czynnik wzrostu śródbłonka i czynnik wzrostu transformujący, wraz z interleukinami przeciwzapalnymi i prozapalnymi. Mechaniczna metoda rozmrażania zamrożonych płytek również została zgłoszona jako aktywująca czynniki wzrostu z płytek.
Oprócz kroku wirowania i metod aktywacji, objętość przetworzonej krwi całkowitej i odległość od osi wirnika wirowego to inne istotne czynniki wpływające na zmienną PRP. Perez et al. użyli 3,5 ml krwi, aby uzyskać odzysk płytek wynoszący 70–80% i koncentrację płytek 5-krotnie większą. Jednak odzysk płytek był zmniejszony dla większej objętości krwi (8,5 ml) przetworzonej. Ponieważ odległości między powierzchnią krwi całkowitej a wirnikiem wynosiły odpowiednio 4,9 cm i 3,0 cm dla przetworzonych objętości 3,5 i 8,5 ml, średnia siła odśrodkowa działająca na erytrocyty zmniejszała się wraz z mniejszą średnią odległością od wirnika dla większej objętości (8,5 ml) przetworzonej pod tą samą prędkością kątową. Dla komercyjnych systemów przygotowania PRP, które są stosowane w dziedzinie klinicznej, urządzenia takie jak Curasan, PCCS, Anitus, SmartPReP, GPS, zestaw PDGF-Endoret i system Symphony II są zaprojektowane do produkcji około 6 ml PRP z 36 do 60 ml krwi całkowitej.
Stężenie płytek w odzyskanym PRP wynosi według raportów do 1900 × 103/μl. Niektóre protokoły są zaprojektowane tak, aby skoncentrować płytki 3–9-krotnie, co prowadzi do uzyskania końcowego produktu o jeszcze większym stężeniu czynników wzrostu. Stężenia składników PRP są niezwykle istotne, ponieważ mechanizm działania PRP opiera się głównie na czynnikach wzrostu i cytokinach obecnych w ziarnistościach alfa płytek. Jednakże istnieją kontrowersje w tej kwestii, ponieważ wysokie stężenia płytek w PRP są osiągane dzięki kombinacji wysokich prędkości wirowania, niskich temperatur i zmianom w cyklach wirowania. Te warunki mogą wywołać przedwczesną aktywację płytek podczas wirowania, co może wpłynąć na zdolność regeneracyjną końcowego produktu PRP. Dlatego badania dotyczące przygotowań PRP powinny skupić się na stężeniach składników PRP, a także na optymalnych stężeniach płytek, leukocytów i czynników wzrostu dla konkretnych obszarów zastosowań.
Klasyfikacja PRP
W celu standaryzacji PRP opracowano różne systemy klasyfikacji, które mają na celu ułatwienie interpretacji badań klinicznych. Ehrenfest et al. sugerowali, że różne koncentraty płytek można podzielić na cztery główne rodziny na podstawie dwóch kluczowych parametrów: zawartości komórek (głównie leukocytów) i architektury fibryny: (i) P-PRP, (ii) L-PRP, (iii) czysta bogata w płytki fibryna (P-PRF) i (iv) fibryna bogata w leukocyty i płytki (L-PRF). Ta klasyfikacja jasno określa przygotowania na podstawie zawartości leukocytów i obecności skrzepu fibryny, uwzględniając jednocześnie wygodę i opłacalność związane z każdym z tych systemów. W 2012 roku DeLong i in. opublikowali system klasyfikacji „PAW”, który zalecał raportowanie PRP na podstawie trzech składników: absolutnej liczby płytek (P), sposobu aktywacji płytek (A) oraz obecności lub braku komórek białych (W). Płytki zostały sklasyfikowane jako P1 (≤ wartość wyjściowa [tj. stężenie we krwi całkowitej]) do P4 (>1,2 × 106 płytek/ml), aktywacja jako egzogenna (X) lub nie, a komórki białe i neutrofile jako powyżej lub poniżej wartości wyjściowej. Ogólnie rzecz biorąc, systemy klasyfikacji umożliwiają przydatne kategoryzowanie ważnych składników PRP, co może pomóc w kierowaniu terapeutycznymi podejściami klinicznymi. Dlatego takie klasyfikacje muszą być starannie rozważane, aby uniknąć błędnych wniosków podczas porównywania wyników między badaniami klinicznymi.
DYSKUSJA
Terapie regeneracyjne stają się coraz bardziej obiecującymi metodami leczenia wielu chorób. Główne korzyści terapeutyczne z terapii medycyny regeneracyjnej pochodzą z działania parakrynnego czynników troficznych w znaczących stężeniach, które, między innymi, stymulują endogenne komórki macierzyste do promowania proliferacji i gojenia. PRP, będące nośnikiem i źródłem czynników wzrostu, jest autologicznym preparatem osocza z bogatymi w płytki, który był szeroko badany ze względu na jego zastosowanie jako bioaktywna struktura nośna w terapii komórkowej i inżynierii tkankowej. W ostatnich latach PRP stopniowo stało się punktem centralnym w regeneracyjnej stomatologii ze względu na jego zastosowanie w stomatologii i chirurgii jamy ustnej. Wiele badań opisało skuteczność PRP jako metody leczenia różnych zaburzeń jamy ustnej. Jednak należy zauważyć pewne obawy, zwłaszcza jeśli chodzi o czas trwania leczenia PRP i rzeczywisty kliniczny efekt na zaburzenia jamy ustnej, oraz metody przygotowania PRP.
PRP zostało sugerowane jako potencjalna struktura nośna dla terapii regeneracyjnej endodoncji. Jednakże, w wielu preklinicznych badaniach na zwierzętach i izolowanych przypadkach klinicznych, PRP wywoływało wzrost unaczynionych tkanek łącznych w endodontycznie zdezynfekowanych kanałach korzeniowych, ale wykazywało minimalne dowody na tworzenie dentyny. Dlatego też obecnie żadne produkty PRP nie mogą działać jako struktury nośne do regeneracji kompleksu miazgi dentystycznej. Ostatecznym celem endodoncji regeneracyjnej jest aktywne dążenie do regeneracji miazgi i dentyny poprzez stosowanie technologii inżynierii tkankowej. Jednak rozwój tej technologii jest wciąż na wczesnym etapie. Konieczne są dodatkowe badania translacyjne w celu zbadania wyników zastosowania PRP w leczeniu endodontycznym regeneracyjnym, a także ustalenia znormalizowanego protokołu przygotowania PRP pod względem stężenia płytek, rodzaju aktywatora krzepnięcia i zawartości leukocytów z optymalmalną zdolnością do stymulowania efektów biologicznych.
Opublikowane raporty kliniczne wykazały różnorodne kontrowersyjne wyniki dotyczące skuteczności terapeutycznej PRP w procedurach regeneracji przyzębia. Faktycznie, wiele czynników może wpływać na wyniki terapii regeneracyjnej przyzębia w tych raportach, w tym projekt badania, materiały przeszczepowe, parametry kliniczne lub okres obserwacji. Dodatkowy efekt PRP przy stosowaniu w połączeniu z różnymi materiałami przeszczepowymi był kontrowersyjny w podzbiorze kontrolowanych badań klinicznych. Na przykład niektóre badania wykazały większe poprawy w redukcji PD i CAL, gdy PRP było łączone z materiałem przeszczepowym, podczas gdy inne nie wykazały istotnych różnic. Ze względu na wolny metabolizm kości, radiograficzne wypełnienie kości może wymagać dłuższego okresu obserwacji, aby wykryć pozytywny wynik. Dlatego właściwy projekt badania, dokładne określenie procedury chirurgicznej i wydłużony czas obserwacji powinny być brane pod uwagę przy stosowaniu PRP jako opcji leczenia w klinicznej regeneracyjnej terapii przyzębia.
PRP zostało wprowadzone do stomatologii i chirurgii szczękowo-twarzowej po raz pierwszy przez Whitmana i in. w 1997 roku. PRP zawiera wiele czynników wzrostu, które mogą wpływać na gojenie ran, umieszczanie implantów i chirurgię rekonstrukcyjną w przypadku defektów żuchwy. Obserwuje się znaczące poprawy w warunkach lokalnych po zastosowaniu PRP. Dotychczasowe badania wykazały, że wysokie stężenie czynników wzrostu uwalnianych w gnieździe alweolarnym po ekstrakcji zęba zwiększa regenerację tkanek i zapobiega wystąpieniu powikłań miejscowych. Gojenie tkanek miękkich jest poprawiane poprzez stosowanie PRP, co zwiększa zawartość kolagenu, promuje angiogenezę i wzmacnia wczesną wytrzymałość ran. PRP jest również ważną techniką w promowaniu regeneracji kości na powierzchni dystalnej drugiego zęba trzonowego w wyniku ekstrakcji zębów trzecich zatrzymanych. PRP rzekomo poprawia regenerację kości we wczesnych fazach (tj. między 3 a 6 tygodniem po chirurgii jamy ustnej). Ostatnie badania in vitro mechanizmu komórkowego leżącego u podstaw zwiększenia naprawy kości wykazały, że PRP stymuluje chemotaktyczną migrację i proliferację ludzkich komórek mezynchymalnych w sposób zależny od dawki, bez utraty ich potencjału do osteogennej różnicowania się. Jednakże inne badania nad autologicznymi czynnikami wzrostu wykazały niekorzystne wyniki w zakresie promowania tworzenia się kości i gojenia. Ranly i in. zgłosili, że leczenie PRP zmniejszyło osteoindukcyjność demineralizowanej macierzy kostnej u myszy immunosupresyjnych. Te wyniki sugerują, że większość przeanalizowanych badań klinicznych wykazała obiecujące wyniki, ale konieczne są dodatkowe, odpowiednio kontrolowane i dobrze zaprojektowane badania kliniczne, aby dostarczyć solidnych dowodów na zdolność PRP do leczenia regeneracyjnego w chirurgii jamy ustnej.
Koncentraty bogate w płytki, takie jak PRP i PRF, są nowymi innowacjami stosowanymi w inżynierii tkanek w uszkodzonych tkan iek dentystycznych. PRP jest to koncentrat białka bogatego w płytki uzyskiwany z krwi całkowitej i odszczepiany w celu usunięcia czerwonych krwinek. Prędkość odwirowania i czas mają wpływ na ilość płytek, procent wzbogacenia, uwalnianie czynników wzrostu i skuteczność PRP. Metoda podwójnego odwirowania o prędkości 160 g przez 10 minut, a następnie 250 g przez 15 minut, skutkowała zwiększeniem liczby płytek, cytokin i czynników wzrostu oraz przyspieszeniem migracji i proliferacji komórek. U psów odwirowanie przy 1000 g przez 5 minut i 1500 g przez 15 minut zwiększyło stężenie płytek sześciokrotnie. PRF to koncentrat bogaty w płytki drugiej generacji, w którym autologiczne płytki i leukocyty znajdują się w złożonej macierzy fibryny. Został on przygotowany z krwi całkowitej bez dodatku antykoagulantów. Standardowe PRF jest odwirowane z prędkością 3000 obr./min przez 10 minut. Zalety stosowania PRF obejmują łatwość przygotowania i brak dodatku substancji biochemicznych lub antykoagulantów. W porównaniu z PRP, które staje się cieczowymi produktami końcowymi o krótkotrwałym działaniu, sieć fibryny PRF tworzy jednolitą strukturę trójwymiarową o długotrwałym działaniu na regenerację tkanek, dostarczając cytokin powoli. PRP powinno być świeżo przygotowane i używane w ciągu 4 godzin, ponieważ prawie 95% czynników wzrostu jest wydzielanych w ciągu pierwszej godziny po przygotowaniu. W przeciwieństwie do tego, PRF stymuluje mikrośrodowisko gojenia tkanek przez znaczny czas i nadal uwalnia czynniki wzrostu do 4 tygodni. Jednak PRF nie jest w stanie zastąpić PRP we wszystkich obszarach terapeutycznych, a jego zwarta struktura trójwymiarowa utrudnia jego stosowanie jako środka do wstrzykiwań. PRF jest głównie stosowany do zastępowania uszkodzonych tkanek w ortopedii i gojeniu ran. Ponadto obserwowano wyższe uwalnianie TGF-β1, PDGF-BB i VEGF w PRP niż w PRF w ciągu pierwszych 8 godzin po przygotowaniu PRP. Specyficzna inhibicja agregacji płytek wykonywana w PRP, ale nie w PRF, może być ważnym czynnikiem wpływającym na ilość czynników wzrostu.
Współcześnie dostępność komercyjnych systemów do przygotowania PRP twierdzących, że dają spójne produkty ciekłe o wyższych stężeniach płytek niż przy ręcznym przygotowaniu w laboratorium. W przeglądzie literatury 33 systemów komercyjnych do przygotowania PRP, tylko 11 spełniło definicję 1 × 106 płytek/μl jako minimalne stężenie płytek zdefiniowane przez Marxa i in. Dodatkowo tylko 10 z 33 przeanalizowanych systemów spełniało definicję, według której płytki w PRP powinny być skoncentrowane co najmniej pięciokrotnie w stosunku do wyjściowego. Wydajność PRP różni się pod względem jakości między różnymi systemami do przygotowania PRP. Ponadto te komercyjne zestawy są kosztowne. Komercyjny system do przygotowania PRP kosztuje od 175 do 1150 USD za zestaw, podczas gdy koszt rzetelnego manualnego przygotowania PRP może być mniejszy niż 4 USD.
PODSUMOWANIE
Podsumowując, jako biologiczny dodatek chirurgiczny, PRP zostało z powodzeniem wykorzystane w różnych zastosowaniach w regeneracyjnej medycynie dentystycznej. Jednakże niektóre zastosowania PRP pozostają kontrowersyjne. Aby dalej badać kliniczne korzyści z zastosowania PRP, należy ustalić ogólne wskazania dla jego stosowania oraz systematyczne protokoły przygotowania. Konieczne są dodatkowe badania mające na celu ustalenie terapeutycznej skuteczności PRP w medycynie dentystycznej; te badania powinny obejmować randomizowane, kontrolowane badania kliniczne zaprojektowane w celu oceny długoterminowych korzyści i ostatecznych wyników zastosowania PRP. Ogólnie rzecz biorąc, leczenie PRP wydaje się mieć obiecującą przyszłość w klinicznej regeneracyjnej stomatologii.
Źródła:
1. Cervantes J, Perper M, Wong LL, et al Effectiveness of platelet‐rich plasma for androgenetic alopecia: a review of the literature. Skin Appendage Disord 2018;4:1–11. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
2. Nurden AT. Platelets, inflammation and tissue regeneration. Thromb Haemost 2011;105(Suppl 1):S13–33. [PubMed] [Google Scholar]
3. Nurden AT, Nurden P, Sanchez M, Andia I, Anitua E. Platelets and wound healing. Front Biosci 2008;13:3532–3548. [PubMed] [Google Scholar]
4. Rozman P, Bolta Z. Use of platelet growth factors in treating wounds and soft‐tissue injuries. Acta Dermatovenerol Alp Pannonica Adriat 2007;16:156–165. [PubMed] [Google Scholar]
5. Everts PA, Knape JT, Weibrich G, et al Platelet‐rich plasma and platelet gel: a review. J Extra Corpor Technol 2006;38:174–187. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
6. De Lima J, Carmo KB. Practical pain management in the neonate. Best Pract Res Clin Anaesthesiol 2010;24:291–307. [PubMed] [Google Scholar]
7. Andia I, Abate M. Platelet‐rich plasma: underlying biology and clinical correlates. Regen Med 2013;8:645–658. [PubMed] [Google Scholar]
8. Rodriguez IA, Growney Kalaf EA, Bowlin GL, Sell SA. Platelet‐rich plasma in bone regeneration: engineering the delivery for improved clinical efficacy. Biomed Res Int 2014;2014:392398. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
9. Suchetha A, Lakshmi P, Bhat D, Mundinamane DB, Soorya KV, Bharwani GA. Platelet concentration in platelet concentrates and periodontal regeneration‐unscrambling the ambiguity. Contemp Clin Dent 2015;6:510–516. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
10. Huang Y, Bornstein MM, Lambrichts I, Yu HY, Politis C, Jacobs R. Platelet‐rich plasma for regeneration of neural feedback pathways around dental implants: a concise review and outlook on future possibilities. Int J Oral Sci 2017;9:1–9. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
11. Albanese A, Licata ME, Polizzi B, Campisi G. Platelet‐rich plasma (PRP) in dental and oral surgery: from the wound healing to bone regeneration. Immun Ageing 2013;10:23. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
12. Meschi N, Castro AB, Vandamme K, Quirynen M, Lambrechts P. The impact of autologous platelet concentrates on endodontic healing: a systematic review. Platelets 2016;27:613–633. [PubMed] [Google Scholar]
13. Gong T, Heng BC, Lo EC, Zhang C. Current advance and future prospects of tissue engineering approach to dentin/pulp regenerative therapy. Stem Cells Int 2016;2016:9204574. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
14. Del Fabbro M, Lolato A, Bucchi C, Taschieri S, Weinstein RL. Autologous platelet concentrates for pulp and dentin regeneration: A literature review of animal studies. J Endod 2016;42:250–257. [PubMed] [Google Scholar]
15. Chen X, Bao ZF, Liu Y, Liu M, Jin XQ, Xu XB. Regenerative endodontic treatment of an immature permanent tooth at an early stage of root development: a case report. J Endod 2013;39:719–722. [PubMed] [Google Scholar]
16. Topcuoglu G, Topcuoglu HS. Regenerative endodontic therapy in a single visit using platelet‐rich plasma and biodentine in necrotic and asymptomatic immature molar teeth: a report of 3 cases. J Endod 2016;42:1344–1346. [PubMed] [Google Scholar]
17. Sachdeva GS, Sachdeva LT, Goel M, Bala S. Regenerative endodontic treatment of an immature tooth with a necrotic pulp and apical periodontitis using platelet‐rich plasma (PRP) and mineral trioxide aggregate (MTA): a case report. Int Endod J 2015;48:902–910. [PubMed] [Google Scholar]
18. Alagl A, Bedi S, Hassan K, AlHumaid J. Use of platelet‐rich plasma for regeneration in non‐vital immature permanent teeth: clinical and cone‐beam computed tomography evaluation. J Int Med Res 2017;45:583–593. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
19. Bezgin T, Yilmaz AD, Celik BN, Kolsuz ME, Sonmez H. Efficacy of platelet‐rich plasma as a scaffold in regenerative endodontic treatment. J Endod 2015;41:36–44. [PubMed] [Google Scholar]
20. Diogenes AR, Ruparel NB, Teixeira FB, Hargreaves KM. Translational science in disinfection for regenerative endodontics. J Endod 2014;40:S52–57. [PubMed] [Google Scholar]
21. Tozum TF, Demiralp B. Platelet‐rich plasma: a promising innovation in dentistry. J Can Dent Assoc 2003;69:664. [PubMed] [Google Scholar]
22. Forni F, Marzagalli M, Tesei P, Grassi A. Platelet gel: applications in dental regenerative surgery. Blood Transfus 2013;11:102–107. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
23. Camargo PM, Lekovic V, Weinlaender M, Vasilic N, Madzarevic M, Kenney EB. Platelet‐rich plasma and bovine porous bone mineral combined with guided tissue regeneration in the treatment of intrabony defects in humans. J Periodontal Res 2002;37:300–306. [PubMed] [Google Scholar]
24. Vahabi S, Vaziri S, Torshabi M, Rezaei Esfahrood Z. Effects of plasma rich in growth factors and platelet‐rich fibrin on proliferation and viability of human gingival fibroblasts. J Dent 2015;12:504–512. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
25. Yamada Y, Ueda M, Hibi H, Baba S. A novel approach to periodontal tissue regeneration with mesenchymal stem cells and platelet‐rich plasma using tissue engineering technology: a clinical case report. Int J Periodontics Restorative Dent 2006;26:363–369. [PubMed] [Google Scholar]
26. Dereka XE, Markopoulou CE, Vrotsos IA. Role of growth factors on periodontal repair. Growth Factors 2006;24:260–267. [PubMed] [Google Scholar]
27. Demir B, Sengun D, Berberoglu A. Clinical evaluation of platelet‐rich plasma and bioactive glass in the treatment of intra‐bony defects. J Clin Periodontol 2007;34:709–715. [PubMed] [Google Scholar]
28. Sallum EA, Ribeiro FV, Ruiz KS, Sallum AW. Experimental and clinical studies on regenerative periodontal therapy. Periodontology 2000;2019:22–55. [PubMed] [Google Scholar]
29. Carlson NE, Roach RB Jr. Platelet‐rich plasma: clinical applications in dentistry. J Am Dent Assoc 2002;133:1383–1386. [PubMed] [Google Scholar]
30. Saleem M, Pisani F, Zahid FM, et al Adjunctive platelet‐rich plasma (PRP) in infrabony regenerative treatment: a systematic review and RCT’s meta‐analysis. Stem Cells Int 2018;2018:1–10. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
31. Kaushick BT, Jayakumar ND, Padmalatha O, Varghese S. Treatment of human periodontal infrabony defects with hydroxyapatite + beta tricalcium phosphate bone graft alone and in combination with platelet rich plasma: a randomized clinical trial. Indian J Dent Res 2011;22:505–510. [PubMed] [Google Scholar]
32. de Obarrio JJ, Arauz‐Dutari JI, Chamberlain TM, Croston A. The use of autologous growth factors in periodontal surgical therapy: platelet gel biotechnology–case reports. Int J Periodontics Restorative Dent 2000;20:486–497. [PubMed] [Google Scholar]
33. Rosello‐Camps A, Monje A, Lin GH, et al Platelet‐rich plasma for periodontal regeneration in the treatment of intrabony defects: a meta‐analysis on prospective clinical trials. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol 2015;120:562–574. [PubMed] [Google Scholar]
34. Del Fabbro M, Lolato A, Panda S, et al Methodological quality assessment of systematic reviews on autologous platelet concentrates for the treatment of periodontal defects. J Evid Based Dent Pract 2017;17:239–255. [PubMed] [Google Scholar]
35. Dori F. Effect of combined therapeutic methods on healing of periodontal vertical bone defects in regenerative surgery. Orv Hetil 2009;150:517–522. [PubMed] [Google Scholar]
36. Camargo PM, Lekovic V, Weinlaender M, Divnic‐Resnik T, Pavlovic M, Kenney EB. A surgical reentry study on the influence of platelet‐rich plasma in enhancing the regenerative effects of bovine porous bone mineral and guided tissue regeneration in the treatment of intrabony defects in humans. J Periodontol 2009;80:915–923. [PubMed] [Google Scholar]
37. Menezes LM, Rao J. Long‐term clinical evaluation of platelet‐rich plasma in the treatment of human periodontal intraosseous defects: a comparative clinical trial. Quintessence Int 2012;43:571–582. [PubMed] [Google Scholar]
38. Rezaei M, Jamshidi S, Saffarpour A, et al Transplantation of bone marrow‐derived mesenchymal stem cells, platelet‐rich plasma, and fibrin glue for periodontal regeneration. Int J Periodontics Restorative Dent 2019;39:e32–e45. [PubMed] [Google Scholar]
39. Yang LC, Hu SW, Yan M, Yang JJ, Tsou SH, Lin YY. Antimicrobial activity of platelet‐rich plasma and other plasma preparations against periodontal pathogens. J Periodontol 2015;86:310–318. [PubMed] [Google Scholar]
40. Zhu W, Zhu X, Huang GT, Cheung GS, Dissanayaka WL, Zhang C. Regeneration of dental pulp tissue in immature teeth with apical periodontitis using platelet‐rich plasma and dental pulp cells. Int Endod J 2013;46:962–970. [PubMed] [Google Scholar]
41. Del Corso M, Vervelle A, Simonpieri A, et al Current knowledge and perspectives for the use of platelet‐rich plasma (PRP) and platelet‐rich fibrin (PRF) in oral and maxillofacial surgery part 1: periodontal and dentoalveolar surgery. Curr Pharm Biotechnol 2012;13:1207–1230. [PubMed] [Google Scholar]
42. Alissa R, Esposito M, Horner K, Oliver R. The influence of platelet‐rich plasma on the healing of extraction sockets: an explorative randomised clinical trial. Eur J Oral Implantol 2010;3:121–134. [PubMed] [Google Scholar]
43. Ogundipe OK, Ugboko VI, Owotade FJ. Can autologous platelet‐rich plasma gel enhance healing after surgical extraction of mandibular third molars? J Oral Maxillofac Surg 2011;69:2305–2310. [PubMed] [Google Scholar]
44. Rutkowski JL, Johnson DA, Radio NM, Fennell JW. Platelet rich plasma to facilitate wound healing following tooth extraction. J Oral Implantol 2010;36:11–23. [PubMed] [Google Scholar]
45. Prataap N, Sunil PM, Sudeep CB, Ninan, Tom A, Arjun MR. Platelet‐rich plasma and incidence of alveolar osteitis in high‐risk patients undergoing extractions of mandibular molars: a case‐control study. J Pharm Bioallied Sci 2017;9:S173–S179. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
46. Mehta S, Watson JT. Platelet rich concentrate: basic science and current clinical applications. J Orthop Trauma 2008;22:432–438. [PubMed] [Google Scholar]
47. Sanchez AR, Sheridan PJ, Kupp LI. Is platelet‐rich plasma the perfect enhancement factor? A current review. Int J Oral Maxillofac Implants 2003;18:93–103. [PubMed] [Google Scholar]
48. Cho K, Kim JM, Kim MH, Kang SS, Kim G, Choi SH. Scintigraphic evaluation of osseointegrative response around calcium phosphate‐coated titanium implants in tibia bone: effect of platelet‐rich plasma on bone healing in dogs. Eur Surg Res 2013;51:138–145. [PubMed] [Google Scholar]
49. Song D, Huang Y, Van Dessel J, et al Effect of platelet‐rich and platelet‐poor plasma on peri‐implant innervation in dog mandibles. Int J Implant Dent 2019;5:40. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
50. Taschieri S, Lolato A, Ofer M, Testori T, Francetti L, Del Fabbro M. Immediate post‐extraction implants with or without pure platelet‐rich plasma: a 5‐year follow‐up study. Oral Maxillofac Surg 2017;21:147–157. [PubMed] [Google Scholar]
51. Huang Y, Li Z, Van Dessel J, et al Effect of platelet‐rich plasma on peri‐implant trabecular bone volume and architecture: a preclinical micro‐CT study in beagle dogs. Clin Oral Implant Res 2019;30:1190–1199. [PubMed] [Google Scholar]
52. Comert Kilic S, Gungormus M, Parlak SN. Histologic and histomorphometric assessment of sinus‐floor augmentation with beta‐tricalcium phosphate alone or in combination with pure‐platelet‐rich plasma or platelet‐rich fibrin: a randomized clinical trial. Clin Implant Dent Relat Res 2017;19:959–967. [PubMed] [Google Scholar]
53. Taschieri S, Corbella S, Weinstein R, Di Giancamillo A, Mortellaro C, Del Fabbro M. Maxillary sinus floor elevation using platelet‐rich plasma combined with either biphasic calcium phosphate or deproteinized bovine bone. J Craniofac Surg 2016;27:702–707. [PubMed] [Google Scholar]
54. Torres J, Tamimi F, Martinez PP, et al Effect of platelet‐rich plasma on sinus lifting: a randomized‐controlled clinical trial. J Clin Periodontol 2009;36:677–687. [PubMed] [Google Scholar]
55. Stumbras A, Krukis MM, Januzis G, Juodzbalys G. Regenerative bone potential after sinus floor elevation using various bone graft materials: a systematic review. Quintessence Int 2019;50:548–558. [PubMed] [Google Scholar]
56. Nikolidakis D, Meijer GJ, Jansen JA. Sinus floor elevation using platelet‐rich plasma and beta‐tricalcium phosphate: case report and histological evaluation. Dent Today 2008;27:66, 68, 70; quiz 71. [PubMed] [Google Scholar]
57. Kilic SC, Gungormus M. Cone beam computed tomography assessment of maxillary sinus floor augmentation using beta‐tricalcium phosphate alone or in combination with platelet‐rich plasma: a randomized clinical trial. Int J Oral Maxillofac Implants 2016;31:1367–1375. [PubMed] [Google Scholar]
58. Piao L, Park H, Jo CH. Theoretical prediction and validation of cell recovery rates in preparing platelet‐rich plasma through a centrifugation. PLoS ONE 2017;12:e0187509. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
59. Badran Z, Abdallah MN, Torres J, Tamimi F. Platelet concentrates for bone regeneration: current evidence and future challenges. Platelets 2018;29:105–112. [PubMed] [Google Scholar]
60. Franchini M, Cruciani M, Mengoli C, et al Efficacy of platelet‐rich plasma as conservative treatment in orthopaedics: a systematic review and meta‐analysis. Blood Transfus 2018;16:502–513. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
61. Singh B, Goldberg LJ. Autologous platelet‐rich plasma for the treatment of pattern hair loss. Am J Clin Dermatol 2016;17:359–367. [PubMed] [Google Scholar]
62. Croise B, Pare A, Joly A, Louisy A, Laure B, Goga D. Optimized centrifugation preparation of the platelet rich plasma: literature review. J Stomatol Oral Maxillofac Surg 2019. 10.1016/j.jormas.2019.07.001. [Epub ahead of print] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
63. Nikolidakis D, Jansen JA. The biology of platelet‐rich plasma and its application in oral surgery: literature review. Tissue Eng Part B Rev 2008;14:249–258. [PubMed] [Google Scholar]
64. Arora S, Doda V, Kotwal U, Dogra M. Quantification of platelets and platelet derived growth factors from platelet‐rich‐plasma (PRP) prepared at different centrifugal force (g) and time. Transfus Apher Sci 2016;54:103–110. [PubMed] [Google Scholar]
65. Eren G, Gurkan A, Atmaca H, Donmez A, Atilla G. Effect of centrifugation time on growth factor and MMP release of an experimental platelet‐rich fibrin‐type product. Platelets 2016;27:427–432. [PubMed] [Google Scholar]
66. Amable PR, Carias RB, Teixeira MV, et al Platelet‐rich plasma preparation for regenerative medicine: optimization and quantification of cytokines and growth factors. Stem Cell Res Ther 2013;4:67. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
67. Kahn RA, Cossette I, Friedman LI. Optimum centrifugation conditions for the preparation of platelet and plasma products. Transfusion 1976;16:162–165. [PubMed] [Google Scholar]
68. Slichter SJ, Harker LA. Preparation and storage of platelet concentrates. I. Factors influencing the harvest of viable platelets from whole blood. Br J Haematol 1976;34:395–402. [PubMed] [Google Scholar]
69. Bausset O, Giraudo L, Veran J, et al Formulation and storage of platelet‐rich plasma homemade product. BioRes Open Access 2012;1:115–123. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
70. Yin W, Xu H, Sheng J, et al Optimization of pure platelet‐rich plasma preparation: a comparative study of pure platelet‐rich plasma obtained using different centrifugal conditions in a single‐donor model. Exp Ther Med 2017;14:2060–2070. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
71. Franco D, Franco T, Schettino AM, Filho JM, Vendramin FS. Protocol for obtaining platelet‐rich plasma (PRP), platelet‐poor plasma (PPP), and thrombin for autologous use. Aesthetic Plast Surg 2012;36:1254–1259. [PubMed] [Google Scholar]
72. Mazzocca AD, McCarthy MB, Chowaniec DM, et al Platelet‐rich plasma differs according to preparation method and human variability. J Bone Joint Surg Am 2012;94:308–316. [PubMed] [Google Scholar]
73. Landesberg R, Roy M, Glickman RS. Quantification of growth factor levels using a simplified method of platelet‐rich plasma gel preparation. J Oral Maxillofac Surg 2000;58: 297–300; discussion 300–291. [PubMed] [Google Scholar]
74. Rutkowski JL, Thomas JM, Bering CL, et al Analysis of a rapid, simple, and inexpensive technique used to obtain platelet‐rich plasma for use in clinical practice. J Oral Implantol 2008;34:25–33. [PubMed] [Google Scholar]
75. Jo CH, Roh YH, Kim JE, Shin S, Yoon KS. Optimizing platelet‐rich plasma gel formation by varying time and gravitational forces during centrifugation. J Oral Implantol 2013;39:525–532. [PubMed] [Google Scholar]
76. Kumaran MS. Platelet‐rich plasma in dermatology: boon or a bane? Indian J Dermatol Venereol Leprol 2014;80:5–14. [PubMed] [Google Scholar]
77. Anitua E, Sanchez M, Orive G. The importance of understanding what is platelet‐rich growth factor (PRGF) and what is not. J Shoulder Elbow Surg 2011;20:e23–24. author reply e24. [PubMed] [Google Scholar]
78. Lacoste E, Martineau I, Gagnon G. Platelet concentrates: effects of calcium and thrombin on endothelial cell proliferation and growth factor release. J Periodontol 2003;74:1498–1507. [PubMed] [Google Scholar]
79. Steller D, Herbst N, Pries R, Juhl D, Hakim SG. Impact of incubation method on the release of growth factors in non‐Ca(2+)‐activated PRP, Ca(2+)‐activated PRP, PRF and A‐PRF. J Craniomaxillofac Surg 2019;47:365–372. [PubMed] [Google Scholar]
80. Lopez‐Vidriero E, Goulding KA, Simon DA, Sanchez M, Johnson DH. The use of platelet‐rich plasma in arthroscopy and sports medicine: optimizing the healing environment. Arthroscopy 2010;26:269–278. [PubMed] [Google Scholar]
81. Perez AG, Lana JF, Rodrigues AA, Luzo AC, Belangero WD, Santana MH. Relevant aspects of centrifugation step in the preparation of platelet‐rich plasma. ISRN Hematol 2014;2014:176060. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
82. Kikuchi N, Yoshioka T, Taniguchi Y, et al Optimization of leukocyte‐poor platelet‐rich plasma preparation: a validation study of leukocyte‐poor platelet‐rich plasma obtained using different preparer, storage, and activation methods. J Exp Orthop 2019;6:24. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
83. Liao HT, Marra KG, Rubin JP. Application of platelet‐rich plasma and platelet‐rich fibrin in fat grafting: basic science and literature review. Tissue Eng Part B Rev 2014;20:267–276. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
84. Weibrich G, Kleis WK, Streckbein P, Moergel M, Hitzler WE, Hafner G. Comparison of point‐of‐care methods for preparation of platelet concentrate (platelet‐rich plasma). Int J Oral Maxillofac Implants 2012;27:762–769. [PubMed] [Google Scholar]
85. Dhurat R, Sukesh M. Principles and methods of preparation of platelet‐rich plasma: a review and author’s perspective. J Cutan Aesthet Surg 2014;7:189–197. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
86. Etulain J. Platelets in wound healing and regenerative medicine. Platelets 2018;29:556–568. [PubMed] [Google Scholar]
87. Oudelaar BW, Peerbooms JC, Huis in ‘t Veld R, Vochteloo AJH. Concentrations of blood components in commercial platelet‐rich plasma separation systems: a review of the literature. Am J Sports Med 2019;47:479–487. [PubMed] [Google Scholar]
88. De Pascale MR, Sommese L, Casamassimi A, Napoli C. Platelet derivatives in regenerative medicine: an update. Transfus Med Rev 2015;29:52–61. [PubMed] [Google Scholar]
89. Alsousou J, Ali A, Willett K, Harrison P. The role of platelet‐rich plasma in tissue regeneration. Platelets 2013;24:173–182. [PubMed] [Google Scholar]
90. Zheng C, Zhu Q, Liu X, et al Effect of platelet‐rich plasma (PRP) concentration on proliferation, neurotrophic function and migration of Schwann cells in vitro. J Tissue Eng Regen Med 2016;10:428–436. [PubMed] [Google Scholar]
91. Giusti I, Rughetti A, D’Ascenzo S, et al Identification of an optimal concentration of platelet gel for promoting angiogenesis in human endothelial cells. Transfusion 2009;49:771–778. [PubMed] [Google Scholar]
92. Graziani F, Ivanovski S, Cei S, Ducci F, Tonetti M, Gabriele M. The in vitro effect of different PRP concentrations on osteoblasts and fibroblasts. Clin Oral Implant Res 2006;17:212–219. [PubMed] [Google Scholar]
93. Grambart ST. Sports medicine and platelet‐rich plasma: nonsurgical therapy. Clin Podiatr Med Surg 2015;32:99–107. [PubMed] [Google Scholar]
94. Mautner K, Malanga GA, Smith J, et al A call for a standard classification system for future biologic research: the rationale for new PRP nomenclature. PM&R 2015;7:S53–S59. [PubMed] [Google Scholar]
95. Dohan Ehrenfest DM, Rasmusson L, Albrektsson T. Classification of platelet concentrates: from pure platelet‐rich plasma (P‐PRP) to leucocyte‐ and platelet‐rich fibrin (L‐PRF). Trends Biotechnol 2009;27:158–167. [PubMed] [Google Scholar]
96. Takami A. Guidelines based on scientific evidence for the application of platelet transfusion concentrates. [Rinsho ketsueki] Jpn J Clin Hematol 2018;59:2349–2353. [PubMed] [Google Scholar]
97. Dohan Ehrenfest DM, Andia I, Zumstein MA, Zhang CQ, Pinto NR, Bielecki T. Classification of platelet concentrates (platelet‐rich plasma‐PRP, platelet‐rich fibrin‐PRF) for topical and infiltrative use in orthopedic and sports medicine: current consensus, clinical implications and perspectives. Muscles Ligaments Tendons J 2014;4:3–9. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
98. DeLong JM, Russell RP, Mazzocca AD. Platelet‐rich plasma: the PAW classification system. Arthroscopy 2012;28:998–1009. [PubMed] [Google Scholar]
99. Ornetti P, Nourissat G, Berenbaum F, Sellam J, Richette P, Chevalier X. Does platelet‐rich plasma have a role in the treatment of osteoarthritis? Joint Bone Spine 2016;83:31–36. [PubMed] [Google Scholar]
100. Nikkhoo M, Wang JL, Abdollahi M, Hsu YC, Parnianpour M, Khalaf K. A regenerative approach towards recovering the mechanical properties of degenerated intervertebral discs: Genipin and platelet‐rich plasma therapies. Proc Inst Mech Eng H 2017;231:127–137 [PubMed] [Google Scholar]
101. Jeong W, Kim YS, Roh TS, Kang EH, Jung BK, Yun IS. The effect of combination therapy on critical‐size bone defects using non‐activated platelet‐rich plasma and adipose‐derived stem cells. Childs Nerv Syst 2020;36:145–151. [PubMed] [Google Scholar]
102. Tajima S, Tobita M, Mizuno H. Bone regeneration with a combination of adipose‐derived stem cells and platelet‐rich plasma. Methods Mol Biol 2018;1773:261–272. [PubMed] [Google Scholar]
103. Saoud TMA, Ricucci D, Lin LM, Gaengler P. Regeneration and Repair in endodontics—a special issue of the regenerative endodontics—a new era in clinical endodontics. Dent J 2016;4:3. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
104. Anitua E, Prado R, Padilla S, Orive G. Platelet‐rich plasma therapy: another appealing technology for regenerative medicine? Regen Med 2016;11:355–357. [PubMed] [Google Scholar]
105. Zhang DD, Chen X, Bao ZF, Chen M, Ding ZJ, Zhong M. Histologic comparison between platelet‐rich plasma and blood clot in regenerative endodontic treatment: an animal study. J Endod 2014;40:1388–1393. [PubMed] [Google Scholar]
106. He L, Zhong J, Gong Q, et al Regenerative endodontics by cell homing. Dent Clin North Am 2017;61:143–159. [PubMed] [Google Scholar]
107. Dianat O, Mashhadi Abas F, Paymanpour P, Eghbal MJ, Haddadpour S, Bahrololumi N. Endodontic repair in immature dogs’ teeth with apical periodontitis: blood clot vs plasma rich in growth factors scaffold. Dent Traumatol 2017;33:84–90. [PubMed] [Google Scholar]
108. Anitua E, Sanchez M, Nurden AT, Nurden P, Orive G, Andia I. New insights into and novel applications for platelet‐rich fibrin therapies. Trends Biotechnol 2006;24:227–234. [PubMed] [Google Scholar]
109. Potter BK. Bench to bedside: platelet‐rich plasma‐how do we adequately „Untranslate” translational „Breakthroughs” in an after‐market setting? Clin Orthop Relat Res 2016;474:2104–2107. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
110. Dori F, Kovacs V, Arweiler NB, et al Effect of platelet‐rich plasma on the healing of intrabony defects treated with an anorganic bovine bone mineral: a pilot study. J Periodontol 2009;80:1599–1605. [PubMed] [Google Scholar]
111. Hanna R, Trejo PM, Weltman RL. Treatment of intrabony defects with bovine‐derived xenograft alone and in combination with platelet‐rich plasma: a randomized clinical trial. J Periodontol 2004;75:1668–1677. [PubMed] [Google Scholar]
112. Okuda K, Tai H, Tanabe K, et al Platelet‐rich plasma combined with a porous hydroxyapatite graft for the treatment of intrabony periodontal defects in humans: a comparative controlled clinical study. J Periodontol 2005;76:890–898. [PubMed] [Google Scholar]
113. Piemontese M, Aspriello SD, Rubini C, Ferrante L, Procaccini M. Treatment of periodontal intrabony defects with demineralized freeze‐dried bone allograft in combination with platelet‐rich plasma: a comparative clinical trial. J Periodontol 2008;79:802–810. [PubMed] [Google Scholar]
114. Christgau M, Moder D, Wagner J, et al Influence of autologous platelet concentrate on healing in intra‐bony defects following guided tissue regeneration therapy: a randomized prospective clinical split‐mouth study. J Clin Periodontol 2006;33:908–921. [PubMed] [Google Scholar]
115. Yassibag‐Berkman Z, Tuncer O, Subasioglu T, Kantarci A. Combined use of platelet‐rich plasma and bone grafting with or without guided tissue regeneration in the treatment of anterior interproximal defects. J Periodontol 2007;78:801–809. [PubMed] [Google Scholar]
116. Panda S, Doraiswamy J, Malaiappan S, Varghese SS, Del Fabbro M. Additive effect of autologous platelet concentrates in treatment of intrabony defects: a systematic review and meta‐analysis. J Invest Clin Dent 2016;7:13–26. [PubMed] [Google Scholar]
117. Whitman DH, Berry RL, Green DM. Platelet gel: an autologous alternative to fibrin glue with applications in oral and maxillofacial surgery. J Oral Maxillofac Surg 1997;55:1294–1299. [PubMed] [Google Scholar]
118. Lee C, Nishihara K, Okawachi T, Iwashita Y, Majima HJ, Nakamura N. A quantitative radiological assessment of outcomes of autogenous bone graft combined with platelet‐rich plasma in the alveolar cleft. Int J Oral Maxillofac Surg 2009;38:117–125. [PubMed] [Google Scholar]
119. Mihaylova Z, Mitev V, Stanimirov P, Isaeva A, Gateva N, Ishkitiev N. Use of platelet concentrates in oral and maxillofacial surgery: an overview. Acta Odontol Scand 2017;75:1–11. [PubMed] [Google Scholar]
120. Kaur P, Maria A. Efficacy of platelet rich plasma and hydroxyapatite crystals in bone regeneration after surgical removal of mandibular third molars. J Maxillofac Oral Surg 2013;12:51–59. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
121. Doiphode AM, Hegde P, Mahindra U, Santhosh Kumar SM, Tenglikar PD, Tripathi V. Evaluation of the efficacy of platelet‐rich plasma and platelet‐rich fibrin in alveolar defects after removal of impacted bilateral mandibular third molars. J Int Soc Prev Commun Dent 2016;6:S47–52. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
122. Gentile P, Bottini DJ, Spallone D, Curcio BC, Cervelli V. Application of platelet‐rich plasma in maxillofacial surgery: clinical evaluation. J Craniofac Surg 2010;21:900–904. [PubMed] [Google Scholar]
123. Ranly DM, Lohmann CH, Andreacchio D, Boyan BD, Schwartz Z. Platelet‐rich plasma inhibits demineralized bone matrix‐induced bone formation in nude mice. J Bone Joint Surg Am 2007;89:139–147. [PubMed] [Google Scholar]
124. Sabarish R, Lavu V, Rao SR. A comparison of platelet count and enrichment percentages in the platelet rich plasma (PRP) obtained following preparation by three. Different methods. J Clin Diagn Res 2015;9:ZC10‐12. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
125. Zhang W, Guo Y, Kuss M, et al Platelet‐rich plasma for the treatment of tissue infection: preparation and clinical evaluation. Tissue Eng Part B Rev 2019;25:225–236. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
126. Shin HS, Woo HM, Kang BJ. Optimisation of a double‐centrifugation method for preparation of canine platelet‐rich plasma. BMC Vet Res 2017;13:198. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
127. Dohan DM, Choukroun J, Diss A, et al Platelet‐rich fibrin (PRF): a second‐generation platelet concentrate. Part I: technological concepts and evolution. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2006;101:e37–44. [PubMed] [Google Scholar]
128. Kawase T, Kamiya M, Kobayashi M, et al The heat‐compression technique for the conversion of platelet‐rich fibrin preparation to a barrier membrane with a reduced rate of biodegradation. J Biomed Mater Res B Appl Biomater 2015;103:825–831. [PubMed] [Google Scholar]
129. Marx RE, Carlson ER, Eichstaedt RM, Schimmele SR, Strauss JE, Georgeff KR. Platelet‐rich plasma: growth factor enhancement for bone grafts. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 1998;85:638–646. [PubMed] [Google Scholar]
130. Wu CL, Lee SS, Tsai CH, Lu KH, Zhao JH, Chang YC. Platelet‐rich fibrin increases cell attachment, proliferation and collagen‐related protein expression of human osteoblasts. Aust Dent J 2012;57:207–212. [PubMed] [Google Scholar]
131. Feigin K, Shope B. Use of platelet‐rich plasma and platelet‐rich fibrin in dentistry and oral surgery: introduction and review of the literature. J Vet Dent 2019;36:109–123. [PubMed] [Google Scholar]
132. Kardos D, Simon M, Vacz G, et al The composition of hyperacute serum and platelet‐rich plasma is markedly different despite the similar production method. Int J Mol Sci 2019;20:721. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
133. Wong CC, Kuo TF, Yang TL, et al Platelet‐rich fibrin facilitates rabbit meniscal repair by promoting meniscocytes proliferation, migration, and extracellular matrix synthesis. Int J Mol Sci 2017;18:E1722. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
134. Wang L, Liu G, Li Z, Jia BC, Wang Y. Clinical application of platelet‐rich fibrin in chronic wounds combined with subcutaneous stalking sinus. Zhonghua shao shang za zhi 2018;34:637–642. [PubMed] [Google Scholar]
135. Kobayashi E, Fluckiger L, Fujioka‐Kobayashi M, et al Comparative release of growth factors from PRP, PRF, and advanced‐PRF. Clin Oral Invest 2016;20:2353–2360. [PubMed] [Google Scholar]
136. Kevy SV, Jacobson MS. Comparison of methods for point of care preparation of autologous platelet gel. J Extra Corpor Technol 2004;36:28–35. [PubMed] [Google Scholar]
137. Marx RE. Platelet‐rich plasma (PRP): what is PRP and what is not PRP? Implant Dent 2001;10:225–228. [PubMed] [Google Scholar]
138. Fadadu PP, Mazzola AJ, Hunter CW, Davis TT. Review of concentration yields in commercially available platelet‐rich plasma (PRP) systems: a call for PRP standardization. Reg Anesth Pain Med 2019;44:652–659. [PubMed] [Google Scholar]
139. Hamid MSA. Cost effectiveness of a platelet‐rich plasma preparation technique for clinical use. Wounds 2018;30:186–190. [PubMed] [Google Scholar]