Tłumaczenie oryginalnego artykułu: Ung-Gyu Kim, Jung-You Choi, Jun-Beom Lee, In-Sung Luke Yeo, Platelet-rich plasma alone is unable to trigger contact osteogenesis on titanium implant surfaces, Int J Implant Dent 2022 Jun 6;8(1):25.
Źródło: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC9170848/
Abstrakt
Cel. Osseointegracja polega na dwukierunkowym tworzeniu kości wokół modyfikowanych powierzchni implantów poprzez osteogenezę kontaktową i osteogenezę odległą. W badaniu tym sprawdzono, czy osteogeneza kontaktowa na powierzchni zmodyfikowanego implantu tytanowego jest stymulowana przez cytokiny we krwi.
Metody. W pierwszych dwóch typach eksperymentów do kości króliczych wprowadzono implanty tytanowe o powierzchni wytrawionej kwasem i wydmuchanej piaskiem oraz rurki z tytanu. Aby wykluczyć wpływ osteogenezy odległej, rurki wprowadzono do kości, a implanty umieszczono wewnątrz rurek. W trzecim typie eksperymentu implanty i rurki wprowadzono do kości króliczych, a osocze bogatopłytkowe (PRP) lub rekombinowany ludzki czynnik morfogenetyczny kości-2 (rhBMP-2) zostały stosowane miejscowo. Po czterech tygodniach od wszczepienia, przygotowano nierozkalcycjonowane próbki do histomorfometrii. Zmierzono kontakt kość-implant (BIC) oraz obszar kości na jednostkę tkanki (BA), a dane analizowano za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji przy poziomie istotności 0,05.
Wyniki. Porównując odpowiedź kości na rurki tytanowe z implantami do odpowiedzi bez implantów (pierwszy eksperyment), stwierdzono niewielkie tworzenie kości wewnątrz rurek. Średni BIC próbek implantów wewnątrz rurek wynosił 21,41 ± 13,81% w drugim eksperymencie, który oceniał reakcje kości na implanty z lub bez rurek tytanowych. Średnia wartość BIC była znacząco niższa niż w grupie tylko z implantami (bez rurek) (47,32 ± 12,09%, P = 0,030). Trzeci eksperyment wykazał, że rhBMP-2 istotnie zwiększył osteogenezę kontaktową na powierzchni implantu, podczas gdy PRP nie miało wpływu (średni BIC: 66,53 ± 14,06% vs. 16,34 ± 15,98%, P = 0,004).
Wnioski. Osocze bogatopłytkowe samo w sobie nie jest w stanie wywołać osteogenezy kontaktowej na zmodyfikowanej powierzchni implantu tytanowego.
Słowa kluczowe: Implanty dentystyczne, Osseointegracja, Czynniki morfogenetyczne kości, Osocze bogatopłytkowe
Tło
Wprowadzenie implantu dentystycznego, zwykle wykonanego z tytanu (Ti), jest główną opcją w przypadku brakującego zęba. Strukturalne i funkcjonalne połączenie między kością żywą a metalowymi implantami, znane jako osseointegracja, zostało po raz pierwszy opisane przez Per-ingvara Brånemarka w latach 60. XX wieku; jednak natura kontaktu między kością a powierzchnią implantu z tytanu pozostaje nieznana. Niektórzy autorzy opisują powinowactwo między kością a tytanem, podczas gdy inni interpretują osseointegrację jako odpowiedź immunologiczną na powierzchnię metalową. Gdy implant dentystyczny jest wprowadzany do kości szczęki, tworzenie się kości i bezpośredni kontakt kości z powierzchnią implantu są osiągane przez dwa mechanizmy: osteogenezę kontaktową i osteogenezę odległą. W osteogenezie kontaktowej tworzenie kości rozpoczyna się na powierzchni implantu i rozprzestrzenia w kierunku kości, podczas gdy osteogeneza odległa polega na tworzeniu się nowej kości na powierzchni istniejącej kości i jej dalszej progresji w kierunku powierzchni implantu.
W dziedzinie implantologii dentystycznej modyfikacje topograficzne lub chemiczne powierzchni implantów tytanowych są dobrze znane jako stymulujące osteogenezę kontaktową i przyspieszające osseointegrację. Jednak wcześniejsze badanie in vivo wykazało, że osteogeneza kontaktowa została w dużej mierze zeliminowana, gdy implanty o powierzchni piaskowanej, z dużym uziarnieniem i trawione kwasem (SLA) oraz hydrofilowe implanty SLA zostały wprowadzone do kości króliczych wewnątrz rurki tytanowej, blokując efekty innych czynników, takich jak czynniki morfogenetyczne kości, pochodzące z istniejącej kości, mimo ciągłego dopływu krwi. Interesująco, w poprzednim badaniu in vivo, wykorzystując znakowanie fluorochromami i kości udowej królików, osteogeneza odległa nie była dotknięta modyfikacjami chemicznymi i topograficznymi właściwościami powierzchni implantów dentystycznych, podczas gdy istniały istotne różnice w kontakcie kości-implantat między modyfikowanymi powierzchniami, sugerując, że jakość i efektywność osseointegracji zależą głównie od osteogenezy kontaktowej. Osteogeneza kontaktowa na powierzchni implantów dentystycznych jest osiągana poprzez modyfikacje powierzchni implantów, dopływ krwi i czynniki pochodzące z istniejącej kości, podczas gdy osteogeneza odległa wymaga jedynie dopływu krwi zawierającej czynniki z istniejącej kości. W szczególności uważano, że czynniki z istniejącej kości mogą być konieczne do wywołania osteogenezy kontaktowej. Czynnik morfogenetyczny kości-2, jeden z cytokin przechowywanych i uwalnianych z istniejącej kości, jest znany z promowania tworzenia kości, gdy kość jest ranna lub złamana. W implantach dentystycznych białko BMP-2 jest także znane z pobudzania tworzenia kości wokół implantów dentystycznych.
Celem naszego obecnego badania było sprawdzenie, czy osteogeneza kontaktowa na modyfikowanej powierzchni implantu tytanowego może być osiągnięta wyłącznie za pomocą czynników zawartych we krwi. W tym celu wykorzystano model implantacji w kości goleni króliczej, który ma zalety łatwego dostępu do miejsca operacji, szybkiego metabolizmu zwierzęcia doświadczalnego i krótkiego czasu życia zwierzęcia doświadczalnego. Do badania wpływu czynników zawartych we krwi użyto plazmę bogatopłytkową (PRP). PRP zawiera wiele czynników wzrostu i cytokin, które stymulują tworzenie kości i gojenie tkanek miękkich. Fontana et al. opisali wpływ PRP na odpowiedź kości okołoiplantacyjnej: zastosowanie plazmy bogatopłytkowej spowodowało znaczący wzrost objętości kości okołoiplantacyjnej. Hipoteza leżąca u podstaw tego badania zakładała, że czynniki zawarte we krwi mogą samodzielnie stymulować osteogenezę kontaktową na modyfikowanej powierzchni implantu tytanowego.
Metody
Wytwarzanie próbek
Trzydziestodziewięć implantów o średnicy 3,0 mm i długości 12,0 mm zostało przygotowanych przez firmę Deep Implant System, Inc. (Seongnam, Korea) przy użyciu systemu sterowania numerycznego (CINCOM L20; Citizen Machinery Co., Ltd., Kitasaku-gun, Japonia). Implanty miały kształt śrubowy, wykonane były z komercyjnie czystego tytanu stopowego klasy 4, a ich powierzchnie zostały zmodyfikowane poprzez piaskowanie cząstkami aluminowego i trawienie kwasem solnym. Ciśnienie piaskowania wynosiło 400 kPa, a stężenie kwasu solnego było równowartością około 11,5 M, co pozwoliło uzyskać powierzchnię SLA. Aby oddzielić implanty od substancji pochodzących z kości w eksperymentach in vivo, wykonano 24 rurki tytanowe za pomocą systemu CINCOM L20. Rurki były wykonane z komercyjnie czystego tytanu stopowego klasy 4 i miały następujące wymiary: średnica zewnętrzna 4,0 mm, średnica wewnętrzna 3,6 mm, grubość 0,2 mm, długość 6,0 mm. W przeciwieństwie do implantów, rurki nie miały modyfikacji powierzchni.
Charakterystyka powierzchni implantów i rurek tytanowych
Sześć implantów i sześć rurek tytanowych zostało poddanych analizie powierzchni za pomocą skaningowego mikroskopu elektronowego z emisją polową (FE-SEM; S-4700; Hitachi, Tokyo, Japonia), aby uzyskać ogólne obrazy powierzchni, oraz spektroskopii fotoelektronowej rentgenowskiej (Sigma Probe; Thermo Scientific, Waltham, MA, USA), aby zanalizować skład powierzchni. Trzy implanty i trzy rurki zostały wykorzystane do analizy topografii powierzchni. Przeprowadzono również mikroskopowe skanowanie laserowe z użyciem konfokalnej mikroskopii LSM 5-Pascal (Carl Zeiss AG, Oberkochen, Niemcy) w celu pomiaru chropowatości powierzchni. Parametry chropowatości powierzchni Sq (średnia kwadratowa wysokości powierzchni), Sa (średnia arytmetyczna wysokość powierzchni) i Sdr (stosunek powierzchni rozwiniętej) zostały wybrane na podstawie wcześniejszych badań. Ponadto zmierzono Ra, który jest jednowymiarową wersją Sa, dla każdej próbki. Pomiar każdego parametru powierzchni przeprowadzono w trzech miejscach na każdej próbce; obszary powierzchni górnej, środkowej i dolnej zostały wybrane arbitralnie. Pomiary przeprowadzono na obszarze o powierzchni 100 μm x 100 μm, a średnia wartość z pomiarów trzech miejsc stanowiła wartość parametru powierzchni dla każdej próbki.
Zabiegi chirurgiczne in vivo
Procedury chirurgiczne Eksperymenty na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z wytycznymi Komitetów Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych (IACUC, #201805001) CRONEX Co., Ltd. (Hwaseong, Korea Południowa) i zgodnie z wytycznymi Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments 2.0 (ARRIVE 2.0) dotyczącymi eksperymentów in vivo na zwierzętach [24]. Do badań wykorzystano osiem męskich królików nowozelandzkich (Oryctolagus cuniculus), w wieku 1–2 lat i o wadze 2,6–3,0 kg. Wszystkie króliki zostały znieczulone za pomocą dożylnego podania tiletamina/zolazepamu (15 mg/kg; Zoletil® 50; Virbac Korea Co., Ltd., Seoul, Korea) i ksilazyny (5 mg/kg; Rompun; Bayer Korea, Ltd., Seoul, Korea). Skórę nad bliższym końcem kości piszczelowej ogolono i umyto betadiną, po czym podano antybiotyk cefalosporynowy (50 mg/kg cefazolina; Yuhan Co., Seoul, Korea) domięśniowo. Następnie miejscowo do każdego z dwóch miejsc operacyjnych u każdego zwierzęcia wstrzyknięto 0,9 ml 2% roztworu chlorku lidokainy (Huons Co., Ltd., Seongnam, Korea) z epinefryną w stosunku 1:100 000. Następnie skóra została nacięta, a kość piszczelowa została odsłonięta przez rozcięcie mięśni i podniesienie okostnej. Do przygotowania miejsc na implanty na płaskiej powierzchni kości piszczelowej użyto wiertła oraz obfitego płukania solą fizjologiczną. Wiercenie odbywało się bicortically, z końcowym średnicą 4 mm w górnej (środkowej) kości korowej (do porównania grup eksperymentalnych i kontrolnych) i 2,8 mm w dolnej (bocznej) kości korowej (miejsce zakotwiczenia implantu). Po wszczepieniu implantu mięśnie i powięź zostały zszyte resorbowalnymi szwami Vicryl 4-0, a zewnętrzna warstwa skóry została zamknięta nylonowymi szwami. Po operacji każdy królik był utrzymywany osobno, a antybiotyk cefalosporynowy był podawany domięśniowo przez 3 dni.
Odpowiedź kości na rurki Ti z lub bez implantów
SLA W pierwszym eksperymencie porównano reakcję kości zawierających rurki Ti z umieszczonymi implantami z reakcją kości zawierających same rurki. Dla rurek Ti z implantami przygotowano otwór, aby włożyć rurkę do górnej kory tibii. Rurki były wkładane do przygotowanych otworów (o średnicy 4 mm) w górnej korze tibii; następnie implanty były wkładane i zakotwiczane w dolnej korze (o średnicy 2,8 mm) (Ryc. 1A i B). W grupie rurek Ti bez implantów, rurki były wkładane do otworów, ale nie umieszczano żadnego implantu. Do tego eksperymentu wykorzystano dwie króliki, z których każda tibia zawierała dwa miejsca chirurgiczne. Wykorzystano losowy układ dwóch na dwa kwadratowy łaciński, aby zapewnić pełną losowość układu grup eksperymentalnych, jak pokazano na rys. 1C.
Odpowiedź kości na implanty SLA z lub bez rurek Ti
W drugim eksperymencie porównano reakcję kości zawierających implanty wewnątrz rurek Ti z reakcją kości zawierających same implanty. Kości z implantami ± rurkami Ti były przygotowywane jak wyżej. W grupie wyłącznie z implantami, implanty (o głównej średnicy 3 mm) były wkładane przez górne otwory (o średnicy 4 mm) i zakotwiczane w dolnej korze; jednak nie wkładano rurek. Do tego eksperymentu wykorzystano dwie króliki, z których każda tibia zawierała dwa miejsca chirurgiczne. Układ eksperymentalnych grup był całkowicie losowy, wykorzystując dwu na dwu kwadratowy łaciński projekt (Ryc. 1D).
Ocena efektów substancji pochodzących z krwi i kości na tworzenie kości
W trzecim eksperymencie oceniano efekty substancji pochodzących z krwi i kości na tworzenie kości. Do eksperymentu włączono grupę wyłącznie z implantami (kontrolę pozytywną), grupę z implantem + rurką (kontrolę negatywną), grupę z implantem + rurką + rhBMP-2 oraz grupę z implantem + rurką + PRP, gdzie w ostatnich dwóch grupach rhBMP-2 lub PRP było stosowane zarówno na implant, jak i na uszkodzoną kość po implantacji (Ryc. 1E). PRP zostało wybrane jako źródło czynników krwiopochodnych, ponieważ PRP pochodzi z krwi każdego osobnika i zawiera wysokie stężenia różnych cytokin osteogennych. RhBMP-2 został wybrany jako reprezentant jednego z istniejących czynników pochodzących z kości, pomimo że nie pochodził od zwierząt eksperymentalnych w tej pracy, ponieważ białka morfogenetyczne kości, w szczególności BMP-2, są silnie osteoindukcyjnymi czynnikami wzrostu uwalnianymi z macierzy starej kości, a wcześniejsza analiza immunohistochemiczna próbek kości otaczających implanty Ti wykazała wysokie poziomy BMP-2. Wykorzystano cztery króliki, a jak w przypadku innych eksperymentów in vivo, każda tibia zawierała dwa miejsca chirurgiczne. Ten eksperyment obejmował dwie kontrolne (wyłącznie z implantami i rurką Ti + implant) oraz dwie eksperymentalne (rurka Ti + implant + rhBMP-2 i rurka Ti + implant + PRP) grupy. Grupa z rurką Ti + implant służyła jako kontrola negatywna, a grupa wyłącznie z implantami jako kontrola pozytywna. Pierwsza grupa eksperymentalna miała implant wewnątrz rurki Ti, do którego zastosowano rhBMP-2 (CowellMedi, Busan, Korea Południowa). W tej grupie, część 0,1 mL roztworu rhBMP-2 (0,25 mg/mL) została nałożona na powierzchnię implantu przed implantacją, a reszta była wstrzykiwana między rurkę Ti a implant po implantacji. Druga grupa eksperymentalna miała implant wewnątrz rurki Ti, do którego zastosowano PRP. PRP było przygotowywane zgodnie z protokołem opisanym przez Pazziniego i in. [33]. W skrócie, krew królicza była pobierana do probówki zawierającej cytrynian sodu jako antykoagulant i była odwirowywana przy polu sił odśrodkowych 40 × g przez 10 minut. Po odrzuceniu czerwonych krwinek próbkę odwirowywano przez 10 minut przy 626 × g. Następnie PRP było pobierane i stosowane na implant i defekty kostne po implantacji. Metody wkładania implantów i rurek były takie same jak opisano dla pierwszych i drugich eksperymentów. Grupy były ustawione w tibiach królików zgodnie z projektem rozdzielonym na bloki (Ryc. 1E).
Histomorfometria
Po 4-tygodniowym okresie gojenia wszystkie zwierzęta doświadczalne zostały znieczulone i uśmiercone poprzez dożylne podanie nadmiaru chlorku potasu. Kończyny górne zostały odsłonięte, a fragment kości zawierający wkłady został chirurgicznie usunięty jako blok z kołnierzem kostnym. Bloki kostne zawierające wkłady zostały natychmiast zafiksowane w 10% formaldehydzie neutralnym. Speciminy zostały przygotowane do histomorfometrii zgodnie z metodą Choi i in. oraz Donatha i Breunera. W skrócie, próbki kości z wkładami zostały osadzone w żywicy utwardzanej światłem (Technovit 7200 VLC, Kulzer, Wehrheim, Niemcy), a niedekalcynowane speciminy zostały pokrojone i zmielone do grubości mniejszej niż około 50 μm przy użyciu systemu EXAKT (EXAKT Apparatebau, Norderstedt, Niemcy) i barwione hematoksyliną i eozyną (H&E). Barwienie H&E, używane w tej pracy, było przetwarzane rutynowo w celu ogólnego oceniania histologicznego. Barwione speciminy zostały zanalizowane za pomocą mikroskopu świetlnego (Olympus BX, Olympus, Tokio, Japonia). Do obliczenia współczynników BIC i BA z najlepszych trzech kolejnych nitek na obrazach mikroskopowych użyto oprogramowania do analizy obrazu (ImageJ, Narodowy Instytut Zdrowia, Bethesda, Maryland, USA).
Analiza statystyczna Analizy statystyczne przeprowadzono przy użyciu oprogramowania R (wersja 3.6.1; R Foundation for Statistical Computing, Wiedeń, Austria). Dane zostały przeanalizowane pod kątem normalności za pomocą testu Shapiro–Wilka. P > 0,05 wskazywało na normalność statystyczną. Dane są wyrażone jako średnia i odchylenie standardowe (SD). Dla danych dotyczących BIC i BA przeprowadzono jednoczynnikową analizę wariancji (ANOVA), aby zidentyfikować istotne różnice między grupami. Gdy ANOVA wykazała istotną różnicę, przeprowadzono porównania parami za pomocą testu post hoc Duncana. P < 0,05 wskazywało na istotność statystyczną.
Wyniki
Właściwości powierzchni implantów Ti i rurki
Analizowano właściwości powierzchni implantów Ti i rurki, ponieważ osteogeneza kontaktowa zachodzi tylko na mikrotopograficznie zmodyfikowanej powierzchni Ti, a nie na gładkiej powierzchni toczonego Ti. Po przygotowaniu wszystkich śrubokształtnych implantów Ti ich powierzchnie zostały zmodyfikowane metodą SLA w celu osteogenezy kontaktowej. Rurki Ti zostały zbudowane w celu fizycznego zablokowania przepływu substancji pochodzących z istniejącej kości in vivo, ale ich powierzchnie nie zostały zmodyfikowane metodą SLA. Analizy FE-SEM powierzchni zmodyfikowanych SLA implantów Ti ujawniły nieregularności w kształcie plastra miodu. Wewnętrzne i zewnętrzne powierzchnie rurki Ti wykazały wzór rowków, który jest charakterystyczną cechą procesu frezowania kontrolowanego komputerowo, używanego do produkcji rurek. Analiza obrazów z mikroskopu skaningowego laserowego potwierdziła, że zmodyfikowane SLA powierzchnie implantów są znacznie chropowatsze niż niezmodyfikowane powierzchnie rurek Ti. Późniejsza spektroskopia fotoelektronów rentgenowskich powierzchni toczonej rurki i zmodyfikowanej SLA powierzchni implantu wykazała, że składają się głównie z tytanu i tlenu, z średnimi poziomami (procentami atomowymi) odpowiednio: 24,30 ± 0,35% i 75,70 ± 0,35% dla implantów oraz 16,36 ± 1,30% i 83,64 ± 1,30% dla rurek.
Odpowiedź kości na rurki Ti oraz na implanty Ti SLA wewnątrz rurek
W pierwszym eksperymencie, gdzie porównywano odpowiedź kości zawierających rurki Ti, do których wstawiono implanty, z odpowiedzią w przypadku braku implantów, wskaźnika BIC w grupie rurek Ti został niezmierzony, ponieważ w tej grupie nie było implantu, ale wzorzec tworzenia kości był monitorowany i oceniany jakościowo. Obserwowano niewielką formację kości w grupie, która posiadała tylko rurki Ti, w których głównie obserwowano krew i szpik kostny, a na zewnątrz normalny kontakt kości korowej z gładką powierzchnią toczonego Ti. Tworzenie kości rozpoczęło się w dolnej części kości udowej królika, ale bardzo niewielkie tworzenie kości wystąpiło w górnej korowej części (Fig. 4A). Gdy do rurek Ti wstawiono implanty Ti SLA, prawie nie wystąpiła formacja kości między powierzchnią SLA implantów Ti a powierzchnią toczonej rurki Ti (Fig. 4B).
W drugim eksperymencie, który porównywał odpowiedź kości zawierającej implanty z odpowiedzią w przypadku braku rurek Ti, wyniki histologiczne dla próbek zawierających implanty wewnątrz rurek Ti były podobne do tych obserwowanych w opisanym wyżej eksperymencie (Fig. 4B). Normalna formacja kości wystąpiła w grupie z samymi implantami, wypełniając przestrzeń między gwintami implantu nową kością (Fig. 4C). Aby oszacować ilościowo osteogenezę kontaktową na powierzchni implantu Ti SLA, przeprowadzono histomorfometrię w celu obliczenia średnich wartości BIC i BA. Przeprowadzono test Shapiro–Wilka, aby sprawdzić normalność danych BIC i BA, nie wykazał on dowodów na nieprawidłowość (P > 0,05). Średnia wartość BIC w grupie z samymi implantami wynosiła 47,32 ± 12,09%, co było istotnie wyższe niż w grupie implant + rurka, gdzie średnia wartość BIC wynosiła 21,41 ± 13,81% (P = 0,030). Gdy BIC został zmierzony dla grupy Ti rurka + implant w warunkach identycznych jak w pierwszym opisanym eksperymencie, obliczona średnia wartość wynosiła podobnie, 19,13 ± 6,45%. Średnia wartość BA w grupie z samymi implantami wynosiła 35,62 ± 5,40%, co nie wykazywało istotnej różnicy w porównaniu z grupą implant + rurka, gdzie średnia wartość BA wynosiła 12,16 ± 8,17% (P = 0,077).
Dyskusja
W niniejszym badaniu postawiono sobie za cel sprawdzenie, czy osteogeneza kontaktowa na zmodyfikowanej powierzchni implantu Ti może być promowana wyłącznie przez czynniki pochodzące z krwi. Regeneracja kości wokół implantu obejmuje dwa procesy: osteogenezę kontaktową i osteogenezę odległą. Aby zbadać, czy osteogeneza kontaktowa zależy od substancji pochodzących z kości lub krwi, użyliśmy rurki Ti do fizycznego izolowania implantów wstawionych do kości udowej królika, blokując dopływ substancji z istniejącej kości. Wnioskujemy, że samoczynne cytokiny krwi nie promują osteogenezy kontaktowej na powierzchni implantu Ti SLA. Użyte w naszych eksperymentach rurki Ti nie tylko blokowały działanie istniejącej kości (osteogeneza odległa), ale również ograniczały dopływ krwi do implantu, umożliwiając przepływ krwi tylko z dolnej części kości korowej. W eksperymencie porównującym odpowiedź kości na wstawienie rurek Ti zawierających implanty Ti SLA z odpowiedzią na same rurki Ti, obserwowano niewielką formację kości w grupie z samymi rurkami Ti, chociaż wystąpiła ona w dolnej części rurki, prawdopodobnie z powodu uwalniania substancji z istniejącej kości w tej okolicy. W eksperymencie porównującym odpowiedzi kości na wstawienie implantów Ti SLA z lub bez rurek Ti, regeneracja kości wokół implantów w rurce Ti była znacznie mniejsza niż wokół implantów samego. Wyniki tych dwóch eksperymentów wskazują, że fizyczne blokowanie efektów istniejącej kości za pomocą rurki Ti zmniejsza regenerację kości wokół implantu. Podobne wyniki zostały opisane w poprzednim badaniu.
Aby określić, czy czynniki pochodzące z krwi mogą powodować osteogenezę kontaktową, zbadano wpływ stosowania PRP na implanty wewnątrz rurek na wskaźnik BIC. Ponadto postawiono hipotezę, że czynnik pochodzący z istniejącej kości, BMP-2, jest niezbędny do osteogenezy kontaktowej na podstawie wyników poprzedniego badania. Aby przetestować tę hipotezę, zbadano wpływ stosowania rhBMP-2 na implanty wewnątrz rurek na wskaźnik BIC. Nowa osteogeneza w grupie Ti rurka + implant + rhBMP-2 była podobna do tej w grupie kontrolnej (tylko implant) i była znacznie wyższa niż w grupie kontrolnej (Ti rurka + implant). PRP nie zwiększyło formacji kości wokół implantów w rurkach Ti. Te wyniki sugerują, że BMP-2 uwalniane z istniejącej kości może inicjować osteogenezę kontaktową na powierzchni implantu. Zgodnie z taką rolą dla BMP-2, wcześniejsze badania wykazały, że odgrywa on ważną rolę w rozwoju kości i może stymulować produkcję nowej kości. W niedawnym badaniu Alhussaini zbadano efekty fibryny bogatej w płytki (PRF), która jest bardziej skoncentrowana w czynnikach gojenia niż PRP, oraz BMP-2 na współczynnik stabilności implantu. W momencie wszczepienia implantu nie było istotnych różnic między grupami kontrolną (tylko implant), implant + PRF, a implant + rhBMP-2. Jednakże po 6 i 12 tygodniach po operacji stabilność implantu była istotnie wyższa w grupie rhBMP-2 niż w grupie kontrolnej lub PRF. Podobnie w naszych eksperymentach regeneracja kości wokół implantu Ti SLA wewnątrz rurki Ti znacząco wzrosła, gdy zastosowano rhBMP-2, ale nie PRP, co wskazuje, że samoczynne cytokiny krwi nie są w stanie wywołać osteogenezy kontaktowej na zmodyfikowanej powierzchni implantu Ti. Te wyniki sugerują, że czynnik pochodzący z istniejącej kości, prawdopodobnie BMP-2, był niezbędny do formacji kości wokół implantu Ti SLA.
W niniejszym badaniu zastosowano model kości udowej królika, który ma zalety dla badania procesu osteointegracji po umieszczeniu implantu. Królik ma systemy Haversa podobne do ludzkich i posiada zalety łatwego dostępu do miejsca operacji, szybkiego metabolizmu kości oraz krótkiego czasu życia zwierzęcia doświadczalnego, co pozwala na analizę okresu osteointegracji w krótkim czasie. W tym badaniu nie zastosowano obciążenia implantów umieszczonych w kości udowej królika, a okres leczenia wynoszący 4 tygodnie po umieszczeniu implantów był odpowiedni do symulacji wczesnego etapu osteointegracji w okresie gojenia u ludzi.
Późniejsza spektroskopia fotoelektronów rentgenowskich Ti rurki i powierzchni SLA implantów wykazała znacznie niższą zawartość Ti i wyższą zawartość tlenu w rurkach (obie wartości P < 0,05). Może to być spowodowane warstwą tlenku na powierzchni rurki. Jednakże, biorąc pod uwagę charakterystykę powierzchni zgłoszoną w poprzednich badaniach, wszystkie rurki Ti i implanty Ti SLA były akceptowalne do wszczepienia in vivo.
Aby zablokować efekt istniejącej kości, wstawiono rurkę Ti do kości. Wywiercono otwór w górnej korze, aby wstawić rurkę Ti, i ze względu na nieregularność kości udowej królika, rurka Ti mogła kontaktować się z dolną korą kości udowej królika. Do pomiaru odległości między rurką Ti a dolną korą kości udowej królika użyto slajdu histologicznego 2D. Średnia odległość między rurką Ti a dolną korą wynosiła 0,71 ± 0,90 mm.
Użyto postulatów Kocha, zaproponowanych przez Roberta Kocha w 1890 roku, do oceny możliwego związku przyczynowego między BMP-2 a osteogenezą kontaktową. Postulaty Kocha obejmują następujące cztery kryteria, które pierwotnie miały na celu ustalenie związku przyczynowego między mikroorganizmem a chorobą: (1) mikroorganizm musi być obecny we wszystkich przypadkach choroby; (2) mikroorganizm musi być izolowany z organizmu chorego i hodowany w czystej kulturze; (3) czysta kultura mikroorganizmu powinna wywoływać chorobę po zaszczepieniu do zdrowego podatnego organizmu; i (4) mikroorganizm musi być ponownie izolowany od zaszczepionego, chorego organizmu doświadczalnego i zidentyfikowany jako identyczny z pierwotnym specyficznym czynnikiem sprawczym [45]. Wcześniejsze badanie, wykorzystując analizy immunohistochemiczne, wykazało, że BMP-2 znajduje się wzdłuż interfejsu między nowo utworzoną kością a implantem. Przyjmując, że BMP-2 można by wyizolować z interfejsu kość-implant, postulaty Kocha pierwszy i drugi można uznać za udowodnione. Nasze znalezisko, że zastosowanie rhBMP-2 na obszarze międzyfazowym zwiększyło współczynnik BIC, wskazując na promowanie wzrostu nowej kości, spełnia trzeci postulat. W odniesieniu do ostatniego postulatu, BMP-2 nie został ponownie zidentyfikowany z nową kością w tym badaniu. Kwestia ponownego izolowania powinna być zbadana w przyszłych badaniach. Dodatkowo, inne czynniki pochodzące z istniejącej kości powinny być ocenione; BMP-2 został wybrany w tym badaniu jako kandydat do wywołania osteogenezy kontaktowej na podstawie kilku wcześniejszych badań.
Wnioski
W ramach ograniczeń tego badania in vivo doszliśmy do wniosku, że samo osocze bogatopłytkowe nie jest w stanie wywołać osteogenezy kontaktowej na zmodyfikowanej powierzchni implantu z tytanu. Nasze wyniki z tych eksperymentów in vivo sugerują, że istniejące czynniki pochodzące z kości mogą być potrzebne do formowania kości wokół implantu, a BMP-2 pochodzący z kości może inicjować osteogenezę kontaktową. Wyniki tego badania dostarczają wglądu w mechanizm osteogenezy kontaktowej na zmodyfikowanej powierzchni tytanu w celu utworzenia systemu tkanki twardej. Konieczne są dalsze badania, aby zidentyfikować biologiczne i molekularne mechanizmy zaangażowane w osteogenezę oraz znaleźć sposoby poprawy klinicznego rokowania w przypadku implantów dentystycznych.
Źródła:
Branemark PI. Osseointegration and its experimental background. J Prosthet Dent. 1983;50:399–410. doi: 10.1016/S0022-3913(83)80101-2. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
2. Albrektsson T, Jemt T, Molne J, Tengvall P, Wennerberg A. On inflammation-immunological balance theory—a critical apprehension of disease concepts around implants: mucositis and marginal bone loss may represent normal conditions and not necessarily a state of disease. Clin Implant Dent Relat Res. 2019;21:183–189. doi: 10.1111/cid.12711. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
3. Kwon TK, Choi JY, Park JI, Yeo IL. A clue to the existence of bonding between bone and implant surface: an in vivo study. Materials. 2019 doi: 10.3390/ma12071187. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
4. Davies JE. Mechanisms of endosseous integration. Int J Prosthodont. 1998;11:391–401. [PubMed] [Google Scholar]
5. Albrektsson T, Wennerberg A. On osseointegration in relation to implant surfaces. Clin Implant Dent Relat Res. 2019;21(Suppl 1):4–7. doi: 10.1111/cid.12742. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
6. Buser D, Sennerby L, De Bruyn H. Modern implant dentistry based on osseointegration: 50 years of progress, current trends and open questions. Periodontol. 2000;2017(73):7–21. [PubMed] [Google Scholar]
7. Pellegrini G, Francetti L, Barbaro B, Del Fabbro M. Novel surfaces and osseointegration in implant dentistry. J Investig Clin Dent. 2018;9:e12349. doi: 10.1111/jicd.12349. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
8. Yeo IL. Modifications of dental implant surfaces at the micro- and nano-level for enhanced osseointegration. Materials. 2019 doi: 10.3390/ma13010089. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
9. Yeo IS, Min SK, Kang HK, Kwon TK, Jung SY, Min BM. Identification of a bioactive core sequence from human laminin and its applicability to tissue engineering. Biomaterials. 2015;73:96–109. doi: 10.1016/j.biomaterials.2015.09.004. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
10. Kang HK, Kim OB, Min SK, Jung SY, Jang DH, Kwon TK, et al. The effect of the DLTIDDSYWYRI motif of the human laminin alpha2 chain on implant osseointegration. Biomaterials. 2013;34:4027–4037. doi: 10.1016/j.biomaterials.2013.02.023. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
11. Choi JY, Sim JH, Yeo IL. Characteristics of contact and distance osteogenesis around modified implant surfaces in rabbit tibiae. J Periodontal Implant Sci. 2017;47:182–192. doi: 10.5051/jpis.2017.47.3.182. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
12. Thiem DG, Adam M, Ganz C, Gerber T, Kammerer PW. The implant surface and its role in affecting the dynamic processes of bone remodeling by means of distance osteogenesis: a comparative in vivo study. Int J Oral Maxillofac Implants. 2019;34:133–140. doi: 10.11607/jomi.6729. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
13. Herberg S, McDermott AM, Dang PN, Alt DS, Tang R, Dawahare JH, et al. Combinatorial morphogenetic and mechanical cues to mimic bone development for defect repair. Sci Adv. 2019;5:eaax2476. doi: 10.1126/sciadv.aax2476. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
14. Urist MR. Bone: formation by autoinduction. Science. 1965;150:893–899. doi: 10.1126/science.150.3698.893. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
15. Cochran DL, Schenk R, Buser D, Wozney JM, Jones AA. Recombinant human bone morphogenetic protein-2 stimulation of bone formation around endosseous dental implants. J Periodontol. 1999;70:139–150. doi: 10.1902/jop.1999.70.2.139. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
16. Stubinger S, Dard M. The rabbit as experimental model for research in implant dentistry and related tissue regeneration. J Invest Surg. 2013;26:266–282. doi: 10.3109/08941939.2013.778922. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
17. Caruana A, Savina D, Macedo JP, Soares SC. From platelet-rich plasma to advanced platelet-rich fibrin: biological achievements and clinical advances in modern surgery. Eur J Dent. 2019;13:280–286. doi: 10.1055/s-0039-1696585. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
18. Ortega-Mejia H, Estrugo-Devesa A, Saka-Herran C, Ayuso-Montero R, Lopez-Lopez J, Velasco-Ortega E. Platelet-rich plasma in maxillary sinus augmentation: systematic review. Materials. 2020 doi: 10.3390/ma13030622. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
19. Stahli A, Strauss FJ, Gruber R. The use of platelet-rich plasma to enhance the outcomes of implant therapy: a systematic review. Clin Oral Implants Res. 2018;29(Suppl 18):20–36. doi: 10.1111/clr.13296. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
20. Fontana S, Olmedo DG, Linares JA, Guglielmotti MB, Crosa ME. Effect of platelet-rich plasma on the peri-implant bone response: an experimental study. Implant Dent. 2004;13:73–78. doi: 10.1097/01.ID.0000116455.68968.29. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
21. Valverde GB, Jimbo R, Teixeira HS, Bonfante EA, Janal MN, Coelho PG. Evaluation of surface roughness as a function of multiple blasting processing variables. Clin Oral Implants Res. 2013;24:238–242. doi: 10.1111/j.1600-0501.2011.02392.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
22. BenalcázarJalkh EB, Parra M, Torroni A, Nayak VV, Tovar N, Castellano A, Badalov RM, Bonfante EA, Coelho PG, Witek L. Effect of supplemental acid-etching on the early stages of osseointegration: a preclinical model. J Mech Behav Biomed Mater. 2021 doi: 10.1016/j.jmbbm.2021.104682. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
23. Tzanakakis E, Kontonasaki E, Voyiatzis G, Andrikopoulos K, Tzoutzas I. Surface characterization of monolithic zirconia submitted to different surface treatments applying optical interferometry and Raman spectrometry. Dent Mater J. 2020;39:111–117. doi: 10.4012/dmj.2018-358. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
24. Percie du Sert N, Hurst V, Ahluwalia A, Alam S, Avey MT, Baker M, Browne WJ, Clark A, Cuthill IC, Dirnagl U, Emerson M, Garner P, Holgate ST, Howells DW, Karp NA, Lazic SE, Lidster K, MacCallum CJ, Macleod M, Pearl EJ, Petersen OH, Rawle F, Reynolds P, Rooney K, Sena ES, Silberberg SD, Steckler T, Würbel H. The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research. PLoS Biol. 2020;18:e3000410. doi: 10.1371/journal.pbio.3000410. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
25. Shah R, Thomas R, Gowda TM, Baron TKA, Vemanaradhya GG, Bhagat S. In vitro evaluation of osteoblast response to the effect of injectable platelet-rich fibrin coating on titanium disks. J Contemp Dent Pract. 2021;22:107–110. doi: 10.5005/jp-journals-10024-3039. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
26. Song D, Shujaat S, Huang Y, Van Dessel J, Politis C, Lambrichts I, et al. Effect of platelet-rich and platelet-poor plasma on 3D bone-to-implant contact: a preclinical micro-CT study. Int J Implant Dent. 2021 doi: 10.1186/s40729-021-00291-5. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
27. Sanghani-Kerai A, Coathup M, Brown R, Lodge G, Osagie-Clouard L, Graney I, et al. The development of a novel autologous blood glue aiming to improve osseointegration in the bone-implant interface. Bone Jt Res. 2020;9:402–411. doi: 10.1302/2046-3758.97.BJR-2019-0073.R3. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
28. Leng Y, Ren G, Cui Y, Peng C, Wang J, Wu D, et al. Platelet-rich plasma-enhanced osseointegration of decellularized bone matrix in critical-size radial defects in rabbits. Ann Transl Med. 2020 doi: 10.21037/atm.2020.01.53. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
29. de Queiroz FJ, de Lima VN, Bonardi JP, Filho OM, Queiroz SBF. Bone regeneration with recombinant human bone morphogenetic protein 2: a systematic review. J Maxillofac Oral Surg. 2018;17:13–18. doi: 10.1007/s12663-016-0988-1. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
30. Terheyden H, Lang NP, Bierbaum S, Stadlinger B. Osseointegration—communication of cells. Clin Oral Implants Res. 2012;23:1127–1135. doi: 10.1111/j.1600-0501.2011.02327.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
31. Urist MR, DeLange RJ, Finerman GA. Bone cell differentiation and growth factors. Science. 1983;220:680–686. doi: 10.1126/science.6403986. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
32. Wagner DO, Sieber C, Bhushan R, Borgermann JH, Graf D, Knaus P. BMPs: from bone to body morphogenetic proteins. Sci Signal. 2010;3:mr1. [PubMed] [Google Scholar]
33. Pazzini JM, Nardi ABD, Huppes RR, Gering AP, Ferreira MG, Silveira CP, et al. Method to obtain platelet-rich plasma from rabbits (Oryctolagus cuniculus) Pesquisa Veterinária Brasileira. 2016;36:39–44. doi: 10.1590/S0100-736X2016000100007. [CrossRef] [Google Scholar]
34. Donath K, Breuner G. A method for the study of undecalcified bones and teeth with attached soft tissues. The Sage-Schliff (sawing and grinding) technique. J Oral Pathol. 1982;11:318–326. doi: 10.1111/j.1600-0714.1982.tb00172.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
35. Goldschlager T, Abdelkader A, Kerr J, Boundy I, Jenkin G. Undecalcified bone preparation for histology, histomorphometry and fluorochrome analysis. J Vis Exp. 2010 doi: 10.3791/1707. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
36. Sim JH, Yeo IS. Light microscopy analysis of bone response to implant surfaces. Micros Today. 2016;24:28–33. doi: 10.1017/S1551929516000547. [CrossRef] [Google Scholar]
37. Abe E, Yamamoto M, Taguchi Y, Lecka-Czernik B, O’Brien CA, Economides AN, et al. Essential requirement of BMPs-2/4 for both osteoblast and osteoclast formation in murine bone marrow cultures from adult mice: antagonism by noggin. J Bone Miner Res. 2000;15:663–673. doi: 10.1359/jbmr.2000.15.4.663. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
38. Hefti T, Frischherz M, Spencer ND, Hall H, Schlottig F. A comparison of osteoclast resorption pits on bone with titanium and zirconia surfaces. Biomaterials. 2010;31:7321–7331. doi: 10.1016/j.biomaterials.2010.06.009. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
39. Alhussaini AHA. Effect of platelet-rich fibrin and bone morphogenetic protein on dental implant stability. J Craniofac Surg. 2019;30:1492–1496. doi: 10.1097/SCS.0000000000005131. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
40. Marx RE, Carlson ER, Eichstaedt RM, Schimmele SR, Strauss JE, Georgeff KR. Platelet-rich plasma: growth factor enhancement for bone grafts. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 1998;85:638–646. doi: 10.1016/S1079-2104(98)90029-4. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
41. Lee JB, Lee JT, Hwang S, Choi JY, Rhyu IC, Yeo IL. Leukocyte- and platelet-rich fibrin is an effective membrane for lateral ridge augmentation: an in vivo study using a canine model with surgically created defects. J Periodontol. 2020;91:120–128. doi: 10.1002/JPER.19-0186. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
42. Frosch S, Buchhorn GH. Considerations on the animal model and the biomechanical test arrangements for assessing the osseous integration of orthopedic and dental implants. MethodsX. 2021 doi: 10.1016/j.mex.2021.101352. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
43. Cho CB, Jung SY, Park CY, Kang HK, Yeo IL, Min BM. A vitronectin-derived bioactive peptide improves bone healing capacity of SLA titanium surfaces. Materials. 2019 doi: 10.3390/ma12203400. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
44. Kim JC, Yeo IL. Bone response to conventional titanium implants and new zirconia implants produced by additive manufacturing. Materials. 2021 doi: 10.3390/ma14164405. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
45. Byrd AL, Segre JA. Infectious disease. Adapting Koch’s postulates. Science. 2016;351:224–226. doi: 10.1126/science.aad6753. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]